[0001] 本发明涉及一种个性化体外全消化酵解模拟系统，属于体外消化模拟技术领域。

[0002] 体外消化模拟是一种在体外条件下模拟人体或动物消化道及其消化环境的方法，能够模拟消化道内的流体动态行为，广泛应用于功能性食品功效评估、药物缓释、婴幼儿奶粉配方优化以及肠道益生菌存活率等科学研究中。

[0003] 现有体外消化模型虽然能够在一定程度上模拟食物在胃肠道的分解和吸收过程，但在小肠消化吸收方面存在显著不足。许多静态模型仅关注消化过程中的酶促反应，导致消化产物(主要是葡萄糖)在体系中积累，未能真实反映人体小肠的生理过程。静态模型中，食物在体外的消化吸收条件过于单一，缺少小肠内消化液的动态流动和排空，导致测得的GI值偏高，难以真实反映人体实际消化吸收的效率和效果。

[0004] 近年来，部分研究提出了动态模拟系统，然而，这些系统普遍缺乏对小肠内“消化‑吸收”同步过程的模拟，尤其是缺少排空量的动态调控机制，食物被消化生成葡萄糖后仍然滞留在消化液中，而非实时吸收转移，导致测得的GI值偏高，难以真实反映人体内实际消化吸收过程。同时，小肠消化液的排空量和流速设置单一，未根据实际小肠环境进行动态调控，难以精确模拟食物在小肠内的排空和吸收过程。

[0005] 而在结肠类器官的体外模拟中，现有模型在再现结肠微生态环境方面也存在局限性。结肠菌群与结肠内环境的动态互作对结肠发酵和消化过程至关重要，但现有的类器官与菌群共培养技术中，菌群往往分开培养，且难以同时满足菌群和类器官的不同需求，忽略了肠道菌群与结肠环境的动态互作，难以精准再现复杂的结肠发酵过程，因此实验结果与人体结肠环境的差异较大。

[0006] 因此，亟需开发一种基于微流控技术的动态共培养体系，能够在结肠类器官和菌群间建立长期稳定的动态互作关系，提升体外模拟的生理真实性与数据可靠性。

[0094] 以下对本发明的优选实施例进行说明，应当理解实施例是为了更好地解释本发明，不用于限制本发明。

[0095] 装置

[0096] 体外全消化模拟系统结构如图1所示，包括从口腔到结肠的体外动态消化系统的整体流程图；分别为模拟口腔消化装置、胃消化罐、小肠消化罐、小肠透析装置、升结肠发酵罐、横结肠发酵罐、降结肠发酵罐、肠道类器官‑菌群微流控芯片。

[0097] 其中，模拟口腔消化装置为智能机械化拍打均质装置购自购自宁波立诚仪器有限公司，产品型号为LC‑11L；或可通过常规的均质设备实现；

[0098] 胃消化罐、小肠消化罐、小肠透析装置、升结肠发酵罐、横结肠发酵罐、降结肠发酵罐分别为玻璃发酵罐，均与厌氧瓶通过硅胶管连接；或可通过常规的发酵设备实现；

[0099] 小肠透析装置为装有透析袋和透析液的容器，透析袋为SP131345纤维素透析袋(20000)20kDa道尔顿，购自上海源叶生物科技有限公司；

[0100] 微流控芯片为BeonChip电化学‑3D细胞培养微流控芯片，购自微纳立方科技(北京)有限公司，产品型号为BE‑GRADIENT；

[0101] 微流控芯片通过硅胶管与降结肠发酵罐和类器官培养基瓶连接；

[0102] 模拟口腔消化装置、胃消化罐、小肠消化罐、小肠透析装置、升结肠发酵罐、横结肠发酵罐、降结肠发酵罐和肠道类器官‑菌群微流控芯片通过泵和硅胶管连接；

[0103] 可选地，模拟口腔消化装置、胃消化罐、小肠消化罐、小肠透析装置、升结肠发酵罐、横结肠发酵罐、降结肠发酵罐与培养基补料瓶、pH补料瓶通过硅胶管连接；或通过手动添加实现培养基布料、pH调节。

[0104] 原料

[0105] 玉米淀粉购自杭州普罗星淀粉有限公司；

[0106] 慢消化淀粉制备方法：

[0107] 将一定量的玉米淀粉分散于去离子水中，配制为30％(w/w)的淀粉悬浮液，置于加热板上并保持温度为40℃；用1mol/L的NaOH溶液调节悬浮液的pH为8～9，然后在0.5h内逐滴加入15％(v/w)乙酸酐，并持续反应2h。最后用1mol/L的HCl溶液调节体系pH至6.5以终止反应；

[0108] 将所得的酰化淀粉先后经去离子水、乙醇各洗涤2次，然后在40℃烘箱中进行烘干，经研磨并过100目筛得到样品；测得抗性淀粉含量62％；

[0109] 每62g乙酰化淀粉加入38g普通玉米淀粉，混合配置得到抗性淀粉含量为50％的慢消化淀粉。

[0110] 电解质原液配制：唾液电解质原液(SSF)、胃液电解质原液(SGF)和肠液电解质原液(SIF)的组成如表1所示。

[0111] 表1模拟消化流体的电解质原液的配制

[0112]

[0113]

[0114] 注：“/”表示不添加。

[0115] 胰酶购自Sigma‑Aldrich公司(8U/mg，P7545，EC 232‑468‑9)；

[0116] 糖化酶购自Sigma‑Aldrich公司(260U/mL，A7095，EC 3.2.1.3)；

[0117] α‑淀粉酶购自Sigma‑Aldrich公司(16U/mg，A3176，EC 647‑015‑00‑4)；

[0118] 肠道培养基配制：8g玉米淀粉、4.50g酵母提取物、3g胰蛋白胨、0.43g三号胆盐、4.50g NaCl、2.50g KCl、0.40g KH2PO4、4.50g MgCl2·6H2O、0.20g CaCl2·2H2O、1.0mL吐温
80 和1L去离子水。高压灭菌121℃处理15分钟后，加入0.5g粘蛋白、0.8g L‑半胱氨酸盐酸盐、0.05g血红素和2mL微量元素储备液；

[0119] 微量元素储备液配制：3.0g MgSO4·7H2O、0.10g FeSO4·7H2O、0.10g CaCl2·2H2O、0.32gMnCl2·4H2O、0.18g CoSO4·7H2O、0.01g CuSO4·5H2O、0.18g ZnSO4·7H2O、
0.092g NiSO4·6H2O和1L去离子水。

[0120] 人工肠道菌群制备：

[0121] 按照表2所示，培养菌株(表2中的菌株均可通过商业渠道购买得到)并按菌数比例混合，混合方法为：分别培养菌株至对数生长期，心收集菌体，用无菌PBS重悬，分别调整每8
种菌数为10CFU/mL，复配得到人工肠道菌群。

[0122] 表2人工肠道菌群

[0123]

[0124]

[0125] 肠道粘膜小球制备：

[0126] 粘蛋白是覆盖肠上皮表面的粘液中主要的结构和功能成分，选用琼脂作为粘膜小球的凝固剂。肠道粘膜小球制备方法如下：称取2g琼脂于50mL蒸馏水中加热至100℃溶解，待溶液澄清透明后，冷却至60℃加入0.5g粘蛋白，充分溶解后调节溶液pH为8，得到黏膜凝胶溶液；将黏膜凝胶溶液加入模具中凝固成直径为0.5cm的小球，并在超净工作台中紫外灭菌20分钟。

[0127] 结肠类器官构建：

[0128] 构建结肠类器官，步骤如下：

[0129] (1)多能干细胞培养与增殖：

[0130] 使用标准无饲养层培养体系‑mTeSR1培养基培养人源诱导多能干细胞(hiPSCs，可通过市售购买得到)，将hiPSCs培养在涂覆有Matrigel的培养皿中，在37℃、5％ CO2环境下培养，每天更换培养基；当hiPSCs细胞汇合度达到70～80％时，用EDTA溶液解离细胞，轻柔吹打形成单细胞悬液，并重新铺种于新涂覆Matrigel的培养皿中，继续培养；

[0131] (2)定向分化为中胚层：

[0132] 当hiPSCs细胞汇合度达到70％左右时，开始进行定向分化；使用含有10μM CHIR99021(Wnt信号激动剂)的RPMI培养基，诱导细胞向中胚层分化，培养2～3天，每天观察细胞形态变化，细胞将逐渐形成中胚层特征。

[0133] (3)结肠特异性前体细胞的形成：

[0134] 使用基础培养基继续培养中胚层细胞，促使其向肠道前体细胞方向分化，持续培养3～4天。在此期间，更换培养基，确保细胞维持生长。

[0135] (4)三维结肠类器官的形成：

[0136] 当细胞分化为结肠前体细胞后，将细胞以适当的密度(1000～5000个细胞/10μL)重新悬浮于冰冷的Matrigel基质中，并将其点种于24孔板的中心，每孔55μL；将24孔板倒置，在37℃培养箱中静置20分钟使Matrigel固化。使用生长培养基，继续在37℃、5％ CO2环境中培养。每3天更换培养基，持续观察类器官形成，至形成可见结构。

[0137] 形成可见结构后，将生长培养基替换为分化培养基，继续培养5～7天(时间根据类器官状态决定)，以促进类器官向成熟结肠细胞分化，得到具有成熟三维结构的结肠类器官。

[0138] 所用到的基础培养基是添加了10mM HEPEs,2mM Glutamax,100units/mL Penicillin‑streptomycin的DMEM/F12或Advanced DMEM/F12中的一种或几种。

[0139] 生长培养基是添加了0.5nM Wnt3a,B27,N2,500μM N‑acetyl cysteine,500nM A83‑01,10nM Human‑Gastrin,5nM  Prostaglandin E2,10μM SB 202190,10mM Nicotinamide,10μMY027632dihydrochloride,50ng/mL EGF,500ng/mL R‑spondin1,100ng/mL Noggin的基础培养基。

[0140] 分化培养基是添加了500ng/mL R‑spondin1、100ng/mL Noggin、B27,N2,500μM N‑acetyl cysteine、500μM N‑acetyl cysteine、500nM A83‑01、50ng/mL EGF、10nM Human‑Gastrin的基础培养基。

[0141] 检测方法

[0142] 1、体外模拟时淀粉水解率计算方法：

[0143] 淀粉水解率(％)＝葡萄糖含量×0.9×100/S；其中，S为淀粉总质量，0.9为从葡萄糖含量中提取的淀粉的化学计量常数。

[0144] 葡萄糖含量检测方法：从每个待测样品离心管中分别取3份上清液(6μL)置于酶标板中，再加入200μL葡萄糖测定试剂，将酶标板放入酶标仪中，测定上清液在520nm处的吸光值，根据葡萄糖标准曲线计算得到葡萄糖含量；酶标仪测试条件：振荡10s，恒温37℃，保温10min。

[0145] 2、小鼠体内消化率计算方法：

[0146] 取小鼠回肠部位的内容物，用清水洗涤、干燥，得到未水解淀粉。通过比较未水解淀粉与灌胃淀粉质量计算体内淀粉水解率；

[0147] 淀粉水解率(％)＝1‑未水解淀粉质量/灌胃淀粉质量×100％。

[0148] 3、肠道菌群丰度检测

[0149] 使用DNA纯化试剂盒提取肠道菌群的DNA，并通过341F和806R引物对细菌16S rRNA基因的V3‑V4区域进行PCR扩增。PCR产物通过2％琼脂糖凝胶电泳检测和纯化后，使用Novaseq 6000PE250平台进行测序，每个样品至少提供5万条Raw Data。测序数据使用QIIME 2.0中的DADA2插件进行质量控制，包括去噪、拼接和去嵌合体，形成扩增子测序变体(ASV)。

[0150] 4、短链脂肪酸(SCFAs)的测定

[0151] 取25mg待测样本于2mL EP管中，加入纯水并涡旋均匀，在4℃条件下离心20min(5000r/min)。取0.8mL上清液于2mL EP管中，加入0.1mLH2SO4溶液(50％)和0.8mL提取液，离心15min(4℃，10000r/min)后于‑20℃中静置30min。最后，取上清液于进样瓶中，通过气质色谱联用仪(GC‑MS)进行检测。色谱条件：色谱柱：Agilent HP‑FFAP毛细管柱(30m×250μm×0.25μm)；升温程序：80℃保持1min，以10℃/min升至200℃，保持5min，以40℃/min升至240℃，保持1min；载气(He)流速3mL/min，进样量1μL；分流比：5:1。质谱条件：电离电压‑
70eV；传输线温度240℃；离子源温度200℃；四级杆温度150℃；质量扫描范围m/z 33～150。

[0152] 5、类器官死细胞检测

[0153] PI(碘化丙啶)染色用于检测结肠类器官中的死细胞。首先，将培养结束后的类器官用PBS轻轻洗涤，去除培养基残留。然后将类器官固定于4％多聚甲醛中，固定时间为30分钟。固定后，使用0.5％ Triton X‑100/PBS溶液进行细胞通透处理，持续10分钟。接着，将类器官与50μg/mL的PI染液反应30分钟，PI能够进入破损的细胞膜，与DNA结合，从而标记死亡细胞。染色后，将样品再次用PBS清洗，并通过激光共聚焦显微镜进行观察。PI染色阳性的细胞显示红色荧光，代表死亡或细胞膜受损的细胞。

[0154] 6、实时荧光定量聚合酶链反应实验

[0155] 通过类器官解离液收集结肠类器官样本，并使用RNA提取试剂盒从细胞中提取总RNA。使用分光光度计测定样品中RNA的纯度，确保260/280nm处的吸光度比值在1.8至2.0之间，RNA样本合格后，将其稀释至相同浓度。使用cDNA逆转录试剂盒将提取的RNA逆转录为cDNA。采用SYBR qPCR Master Mix试剂盒并使用实时荧光定量PCR仪进行qRT‑PCR实验。在每个样本中，以β‑actin作为参考基因，检测目标基因(如Muc2和Lgr5)的表达。qRT‑PCR反应中使用以下引物：

[0156] β‑actin：前端引物：CCACAGCTGAGAGGGAAA(SEQ ID NO.1)，后端引物：AAGGAAGGCTGGAAAAGAGC(SEQ ID NO.2)；

[0157] Muc2：前端引物：AGGGCTCGGAACTCCAGAAA(SEQ ID  NO.3)，后端引物：CCAGGGAATCGGTAGACATCG(SEQ ID NO.4)；

[0158] Lgr5：前端引物：CCTACTCGAAGACTTACCCAGT(SEQ ID NO.5)，后端引物：GCATTGGGGTGAATGATAGCA(SEQ ID NO.6)；

[0159] 通过2‑ΔΔCt法计算目标基因相对于参考基因的相对表达量，定量分析类器官中Muc2和Lgr5等基因的表达水平。

[0160] 7、数据处理

[0161] 在所有实验中，数据至少重复3次，并用平均值±标准偏差(SD)表示。通过GraphPad Prism7.0(GraphPad Prism Software Inc.，San Diego，California)软件进行数据分析，两组之间的比较采用双边Student’s t‑test方法，超过两组的采用One‑way ANOVA中的Dunnett’s post‑hoc testing方法计算p值，*p<0.05，**p<0.01，***p<0.001，均与实施例对比。

[0162] 实施例1：一种食品体外全消化模拟的方法

[0163] 一种食品体外全消化模拟的方法，步骤如下：

[0164] (1)模拟口腔消化：配制10mL待测样品(慢消化淀粉10％，抗性含量50％，g/mL)，7.0mL pH为7.0的SSF电解质原液，涡旋振荡混匀，加入1.0mL含1500U/mLα‑淀粉酶的SSF电解质原液溶液、50μL的0.3mol/L CaCl2溶液和1.5mL超纯水，混匀；转入智能机械化拍打均质装置中，施加204N的力处理10s，得到口腔模拟咀嚼物；

[0165] (2)模拟胃部消化：取20mL口腔模拟咀嚼物，加入15mL SGF电解质原液、3.2mL SGF未添加猪胃蛋白酶的电解质原液、10μL 0.3mol/L CaCl2溶液、1.5mL超纯水和0.4mL 1.0mol/L盐酸溶液，混匀后在胃消化罐中调节溶液pH恒定至3.0，37℃、100r/min下反应2h，得到胃消化液：

[0166] (3)模拟小肠消化：将胃消化液泵入小肠消化罐中，约40mL，再加入22mL SIF电解质原液、10mL胰酶(终浓度4000U)、0.2mL糖化酶、80μL 0.3mol/L CaCl2溶液、0.3mL 1.0mol/L氢氧化钠溶液和2.6mL超纯水，混匀后在小肠消化罐中调节溶液pH恒定至7.0，37℃、100r/min下反应，小肠消化液泵入小肠消化透析装置，泵入速率按照排空方程进行：

[0167]

[0168] 其中，t表示自小肠消化开始后的时间(min)。

[0169] (4)小肠消化液透析

[0170] 透析于透析袋中进行反应，反应开始时，将透析袋置于500mL透析液(透析液为肠液电解质原液)中，向透析装置中持续泵出透析液，速率为100mL/h。

[0171] 每隔10min从透析袋的消化液中取样，取出消化液并泵入取样及检测装置进行检测(检测透析液中的葡萄糖含量)，获得待测样品在体外小肠模拟消化反应下各个时间点淀粉消化率。

[0172] (5)模拟结肠酵解

[0173] 接种人工肠道菌群(接种量为10％v/v)至肠道培养基中，进行发酵，至菌落形成单9
位达10CFU/mL，得到肠道微生物菌液。升结肠发酵罐、横结肠发酵罐、降结肠发酵罐内接种肠道微生物菌液50mL、80mL、50mL，然后于三个反应器内分别加入肠道培养基500mL、800mL和500mL，37℃条件下30rpm搅拌，每个罐体内加入10个粘膜小球，并每间隔8h通厌氧气体(氢气5％、二氧化碳10％、氮气85％)10min；控制三个反应器的pH值分别在5.6～6.0、6.0～
6.4和6.4～6.9范围内(范围内的不同pH不会对结果产生影响)，接种后连续发酵24h稳定菌群环境。

[0174] 将透析袋中的消化液按照排空方程继续泵入结肠发酵罐中进一步酵解，其中，升结肠发酵罐、横结肠发酵罐和降结肠发酵罐中消化液为缓慢连续排空，排空速率为12.5mL/h(即，每小时升结肠发酵罐向横结肠发酵罐转移12.5mL；每小时横结肠发酵罐向降结肠发酵罐转移12.5mL)。

[0175] (6)结肠类器官‑菌群微流控芯片

[0176] 基于BeonChip电化学‑3D细胞培养微流控芯片BE‑GRADIENT，进行结肠类器官与结肠酵解液互作，步骤如下：

[0177] 将具有成熟三维结构的结肠类器官用基质胶溶解，定植至微流控芯片中，30个类器官/个芯片，微流控芯片采用PDMS材质，通道宽度为1μm，长度为300μm，深度50μm，培养腔容积为14μL。通过外部泵分别通入流速为1μL/min降结肠酵解液和分化培养基(分化培养基中通入空气，即5％二氧化碳、15％氧气、80％氮气)，确保类器官与结肠酵解液的持续动态互作，在37℃下持续培养7天。

[0178] 检测互作后类器官生长状态、排除液(废液)中的菌群结构。

[0179] 对比例1：在不使用透析装置的情况下测试小肠消化效果

[0180] 在实施例1的基础上，省略步骤(4)，即小肠消化液每10min按照排空方程取样，离心得到沉淀和上清液，将沉淀和20％v/v泵入升结肠发酵罐，其余步骤与实施例1一致。

[0181] 检测小肠消化液中的淀粉消化率。

[0182] 对比例2：在不添加特定菌群的情况下测试结肠消化效果

[0183] 在实施例1的基础上，改变步骤(5)中不接种肠道微生物菌液(即，在升结肠发酵罐、横结肠发酵罐、降结肠发酵罐种，将肠道微生物菌液替换为等量的肠道培养基)，其余步骤与实施例1一致。

[0184] 检测微流控芯片种类器官的生长状态。

[0185] 对比例3：在不添加肠道类器官的情况下测试结肠消化效果

[0186] 在实施例1的基础上，改变步骤(6)微流控芯片中不定植类器官，其余步骤与实施例1一致。

[0187] 检测排除液中的菌群结构、短链脂肪酸结构。

[0188] 对比例4：小鼠体内小肠消化验证

[0189] 选用24只C57BL/6雄性6‑8周小鼠作为实验对象。小鼠于实验前禁食12小时，通过口饲方式一次性喂养慢消化淀粉样品溶液(慢消化淀粉，抗性含量50％，g/mL)，剂量为300mg/kg体重，在1、2、3、4小时每个时间点检测6只小鼠小肠中的淀粉消化情况。

[0190] 对比例5：小鼠体内结肠酵解验证

[0191] 选用6只C57BL/6雄性6‑8周小鼠作为实验对象。首先，小鼠进行为期一周的广谱抗生素治疗，包括万古霉素(0.5g/L)、氨苄西林(1g/L)、新霉素(1g/L)、甲硝唑(1g/L)，抗生素配制饮水中。肠道菌群清除后，每天灌胃实施例1中复配得到的人工肠道菌群200μL，持续7天。

[0192] 小鼠于实验前禁食12小时，通过口饲方式一次性喂养慢消化淀粉样品溶液(慢消化淀粉，抗性含量50％，g/mL)，剂量为300mg/kg体重，在喂食后恢复正常饮食，继续观察24小时，并通过收集粪便样本进行菌群、短链脂肪酸含量测定。

[0193] 实施例2：体外消化模拟效果检测

[0194] 检测实施例1透析袋中消化液的淀粉消化率、互作后微流控芯片中类器官的生长状态、微流控废液中的菌群结构、短链脂肪酸含量；

[0195] 检测对比例1、对比例4的小肠消化过程中淀粉的水解率；

[0196] 检测对比例3、对比例5微流控排出液(废液)中的菌群结构、短链脂肪酸结构；

[0197] 检测对比例2、对比例5互作后的类器官生长状态。

[0198] 检测结果如下：

[0199] (1)淀粉消化率

[0200] 实施例1、对比例1、对比例4小肠中淀粉消化率结果如图2所示，结果表明，实施例1(使用透析装置的体外模拟系统)在整个消化过程中表现出较稳定且逐步上升的水解率，可见透析装置在模拟小肠“边消化边吸收”过程中起到了积极作用。

[0201] 随着时间的推移，实施例1的水解率明显高于对比例1(未使用透析装置)，且更接近小鼠体内的淀粉消化表征；即，实施例1的透析装置在动态消化和吸收方面能够有效接近体内消化条件，能够更真实地模拟小肠的吸收特性。

[0202] (2)互作后的菌群结构

[0203] 实施例1、对比例3、对比例5排出液中的菌群结构如图3所示，结果表明，实施例1的体外模拟系统在菌群结构上与小鼠体内结肠酵解环境高度相似；对比例3(未添加肠道类器官的情况下进行结肠消化测试)的菌群组成在PCA图上偏离较大，与实施例1和对比例5之间存在明显的差距。

[0204] 可见，肠道类器官与菌群互作能够更好地维持结肠菌群的多样性和稳定性，从而更真实地再现体内的结肠酵解环境。实施例1在模拟体内环境方面的优势，特别是在动态消化、吸收和酵解过程中对肠道微生态的还原效果上更加接近体内环境。

[0205] 实施例1、对比例3、对比例5排出液中的肠道菌相对丰度如图4所示，结果表明，实施例1中的主要菌群相对丰度与对比例5的小鼠体内结肠酵解组相比表现出显著的相似性，尤其是Prevotella copri、Faecalibacterium prausnitzii、Bifidobacterium longum、Bacteroides uniformis等菌株的丰度在两者之间无显著差异，实施例1的体外模拟系统在维持肠道菌群结构方面的优势。

[0206] 与对比例3相比，未添加肠道类器官导致了菌群结构的显著变化，大多数菌株的丰度明显低于实施例1和对比例5。可见，肠道类器官在体外系统中的存在对维持肠道微生物生态系统的稳定性至关重要，缺少类器官支持的环境难以维持与体内相似的菌群平衡。

[0207] 实施例1、对比例3、对比例5排出液中的短链脂肪酸结构如图5所示，结果表明，实施例1中的乙酸生成占比显著高于对比例3，且与小鼠体内结肠酵解验证组(对比例5)较为接近，具有统计学显著性差异。同时，在丙酸和丁酸的生成上，实施例1与对比例5相对接近，但在对比例3(未添加肠道类器官的条件下)中表现较低。因此，实施例1在SCFAs的生成上与体内实验更为接近，进一步验证了该体外模拟系统在动态消化、吸收和结肠酵解过程中对体内结肠环境的良好模拟效果。

[0208] (3)类器官生长状态

[0209] 实施例1、对比例2微流控芯片中互作后(七天)的类器官如图6所示，结果表明，在实施例1中，肠道类器官在培养阶段和分化阶段的形态清晰、结构完整，表现出较高的出芽数量；在对比例2中，缺少特定菌群的支持环境导致类器官在培养和分化阶段的生长效果不佳，平均出芽数明显低于实施例1。特定菌群在类器官生长过程中的重要性，其缺失会导致类器官生长不稳定、分化不完全。

[0210] 实施例1、对比例2微流控芯片中互作后(七天)的类器官PI染色图和平均荧光强度如图7所示。PI染色用于检测类器官中细胞的死亡情况，结果表明，实施例1的类器官显示出较低的PI染色荧光强度，表明在该体外模拟系统中，类器官的细胞存活率较高。相比之下，对比例2的PI染色强度明显更高，提示在不添加特定菌群的情况下，类器官的细胞损伤程度更高，表明实施例1中类器官的细胞完整性和存活率显著优于对比例2，实施例1的体外模拟系统为类器官提供了稳定的生长环境和较高的细胞存活率，能够更好地模拟体内结肠环境，支持慢消化淀粉的动态消化和酵解研究。

[0211] 实施例1、对比例2、对比例5微流控芯片中互作后(七天)的类器官的Muc2和Lgr5相对表达量结果如图8所示。

[0212] Lgr5是结肠干细胞的重要标志物，其较高的表达反映了结肠组织的活性。结果表明，实施例1中Lgr5基因的相对表达量显著高于对比例2和对比例5，表明该体外模拟系统能够更好地支持结肠干细胞的活性和增殖潜力，与体内环境相似性较高。

[0213] Muc2是肠道黏液层的主要成分，与肠道屏障功能和菌群稳定性密切相关。实施例1的Muc2基因表达量也显著高于对比例2和对比例5。实施例1的Muc2表达量与体内对照组(对比例5)接近。实施例1在Lgr5和Muc2基因表达上与小鼠体内结肠环境更为接近，该体外模拟系统在动态消化和结肠酵解过程中对结肠微生态的真实模拟能力。

[0214] 虽然本发明已以较佳实施例公开如上，但其并非用以限定本发明，任何熟悉此技术的人，在不脱离本发明的精神和范围内，都可做各种的改动与修饰，因此本发明的保护范围应该以权利要求书所界定的为准。