[0001] 本发明涉及生物化学技术领域。具体地说是一种具有高ROS捕获能力的酵母肽‑羟基酪醇复合物及其制备方法和应用。

[0002] 随着人均蛋白质需求量和全球蛋白质消费量逐年增加，现有蛋白资源已无法满足人们的需求。土地限制和资源紧缺使得传统蛋白供应量难以大幅提升，因此，开发可持续型的替代蛋白质已成为研究热点。酵母菌蛋白质含量丰富，具体而言，蛋白质的重量可占到酵母干重的35％～60％，且酵母蛋白的氨基酸组成接近理想蛋白质，是最理想的新型替代蛋白之一，在食品加工方面具有广泛用途。

[0003] 目前，畜牧业的碳排放量已成为环境破坏的主要因素之一。每生产1千克牛肉会产生32.49千克CO2当量的甲烷气体。相比之下，酵母蛋白通过发酵工程从食品生产废弃物中制取，具有可持续性和环保性。整个生产过程不受农业技术和环境因素的限制，因此酵母蛋白能够部分取代动植物蛋白，减少对农业的依赖，并大幅降低碳排放量，是低碳、环境友好和可持续的蛋白资源。

[0004] 酵母蛋白可用于制造生物活性肽。生物活性肽因其无毒副作用且具有抗氧化、降血压、降血糖和提高免疫力等生物功能，受到广泛关注，广泛应用于功能食品、药品和化妆品领域。在母体蛋白质的结构中，多肽处于未水解状态，绝大多数不具备生物活性，只有经过酶解、消化或发酵等过程释放后，活性肽才能发挥其生理作用。与普通蛋白质相比，生物活性肽含有更多的疏水性残基，可以有效避免消化酶的水解作用。多肽的功能活性几乎涉及到了所有的生理功能，在利用酶解法制备多肽时，可以通过改变酶的种类控制肽的活性。

[0005] ROS(React ive Oxygen Speci es)是一类高度反应性的含氧分子或离子，它们通常在细胞代谢过程中产生，如氧化磷酸化、吞噬作用和药物代谢等。ROS的过量积累可能导致氧化应激，这是一种对细胞结构和功能有害的状态。因此，为了防止氧化应激，必须设法对ROS进行捕获和清除。

[0006] 目前，常使用抗氧化剂来对ROS进行捕获和清除。羟基酪醇(HT)是一种天然多酚类化合物，具有很强的抗氧化活性，主要以酯类的形式存在于橄榄的果实和枝叶中。但是，羟基酪醇的生物亲和性有待提高。

[0058] 实施例1

[0059] 本实施例中使用的酵母蛋白粉为市售酵母蛋白粉，以酿酒酵母(Saccharomyces cerevisiae)为原料制得。下面对利用酵母蛋白粉制备酵母肽‑羟基酪醇的方法进行进一步详细说明。

[0060] 1.酵母蛋白分散液的制备

[0061] 将酵母蛋白粉加入去离子水中，40℃条件下以120rpm的转速搅拌5min，即制得酵母蛋白分散液。

[0062] 2.酵母蛋白粉的蛋白质含量测定

[0063] 2.1试剂的配制

[0064] 双缩脲试剂的配制：称取1.5g硫酸铜(CuSO4·5H2O)和6.0g酒石酸钾钠(KNaC4H4O6·4H2O)，用500mL去离子水溶解，在搅拌条件下加入300mL的10wt％NaOH溶液，用去离子水定容至1L，待用。

[0065] 标准蛋白质溶液配制：精确称取标准牛血清白蛋白(BSA)0.05g，溶解后加入10mL容量瓶中，用蒸馏水定容。标准蛋白质溶液中含BSA 5mg/mL。

[0066] 2.2绘制标准曲线

[0067] 取6支试管分成两组，按表1中配方进行配制标准样液。定容后充分混匀并室温静置30min，之后测定A540吸光度。

[0068] 表1

[0069]编号 1 2 3 4 5 6
5mg/mL标准蛋白液(mL) 0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0
去离子水(mL) 1.0 0.8 0.6 0.4 0.2 0.0
双缩脲试剂(mL) 4.0 4.0 4.0 4.0 4.0 4.0
蛋白浓度(mg/mL) 0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0

[0070] 取两组测定的A540值的平均值，即A540吸光度值为横轴，蛋白浓度为纵轴，绘制标准曲线。

[0071] 2.3样品测定

[0072] 称取25mg酵母蛋白粉于三角瓶中，向瓶中加入5mL的0.05M的NaOH和20mL的双缩脲试剂，振荡15s，静置30min，过滤后滤液加入比色皿，测定A540，与标准曲线相比，即可得出酵母蛋白粉中的蛋白含量。取两组测定的平均值，最终确定，本实施例中使用的酵母蛋白粉中蛋白质的含量为82wt％(用于制备酵母肽的酵母蛋白粉中，蛋白质含量应大于或等于80wt％)。

[0073] 按照下式计算酵母蛋白粉中的酪蛋白含量：

[0074] 酵母蛋白粉中酪蛋白含量(％)＝(y×N)/c×100％×r

[0075] y为标准曲线查得的蛋白质的浓度(mg/mL)

[0076] N为总体积(25mL)

[0077] c为称取的酵母蛋白粉的重量

[0078] r为酵母蛋白质中的酪蛋白质量分数(按照86wt％计)

[0079] 3.酵母蛋白酶解

[0080] 3.1酶活力测定

[0081] 对酵母蛋白进行酶解以制备酵母肽时，酶的活性将会影响得到的酵母肽的量。本部分中，对碱性蛋白酶、风味蛋白酶和木瓜蛋白酶水解蛋白质的能力进行检测。

[0082] 参照表2配制L‑酪氨酸标准溶液，每个试管各取1mL标准溶液，分别加入0.4M碳酸钠5mL和福林酚试剂(即Folin‑酚试剂，又称Folin‑酚试剂乙，为市售产品，浓度1mol/L)1mL，40℃水浴20min，以不含L‑酪氨酸的1号管为对照，测定各管溶液在660nm下的吸光度值。以吸光值为纵轴，酪氨酸浓度为横轴绘制标准曲线。

[0083] 表2

[0084]

[0085] 分别取0.01g的碱性蛋白酶、0.01g的风味蛋白酶和0.01g的木瓜蛋白酶，将这三种酶分别加入10mL的BR缓冲液(Britton‑Robinson缓冲溶液)中，使其分散均匀，而后使用BR缓冲液将体积分别补充至50mL，得到待测酶液。对于碱性蛋白酶，使用的BR缓冲液的pH为8，对于风味蛋白酶和木瓜蛋白酶，使用的BR缓冲液的pH均为7。

[0086] 对于每种酶，分别取待测酶液4份各1mL，将其中3份作为实验组的3次平行重复，另一份为空白对照。

[0087] 首先将待测酶液置于40℃下预热2min。对于实验组的待测酶液，加入1mL的提前40℃预热后的酪蛋白分散液摇匀；对于空白对照组的酶液，加入2mL的三氯乙酸摇匀。将实验组和对照组置于40℃下水浴加热10min。

[0088] 水浴加热结束后，对于空白对照组，加入1mL酪蛋白摇匀并静置10min；对于实验组，每个测试样本中加入2mL三氯乙酸摇匀并静置10min。

[0089] 静置后，对于实验组和对照组的样品，分别用0.22μm微孔滤膜过滤出0.5mL的滤液。最后按照标准品测定方法，每0.5mL滤液中加入2.5mL的0.4M碳酸钠溶液混匀，23℃下静置10分，再分别加入0.5mL的福林酚试剂迅速摇匀，23℃下静置30分，以1mL水为空白对照，在680nm下测定吸光度。通过将吸光度与标准曲线对比，即得到待测样品酶解产物中的酪氨酸浓度，结合酶解反应体系的体积、反应时间和加入酶的质量即可计算得出酶的活力。

[0090] 最终计算结果表明，碱性蛋白酶的酶活力为20万U/g，风味蛋白酶的酶活力为5万U/g，木瓜蛋白酶的酶活力为25万U/g。

[0091] 3.2酵母蛋白酶解物的制备

[0092] 参照2.3中计算得出的酵母蛋白粉中酪蛋白的含量，计算并精准称取酵母蛋白粉，按照“1.酵母蛋白分散液的制备”中的方法，制得酪蛋白质量浓度为50mg/mL的酵母蛋白分散液(该酵母蛋白分散液中酵母蛋白粉的质量浓度为70.9g/L)，向酵母蛋白分散液中分别加入碱性蛋白酶、风味蛋白酶和木瓜蛋白酶，并调整加入的酶的质量，确保最终酶活力/底物质量(E/S)为10000U/g。其中，底物的质量指的是酪蛋白的质量。按照表3中的体系和程序进行酵母蛋白的水解。

[0093] 表3

[0094]名称 酶活力(万U/g) 酶解温度(℃) 酶解pH 酶解时间(h) E/S(U/g)
碱性蛋白酶 20 60 8 4 10000
风味蛋白酶 5 50 7 4 10000
木瓜蛋白酶 25 50 7 4 10000

[0095] 水解过程中加入1mol/L的NaOH或HCl以保持pH值恒定。水解反应结束后，将反应液置于沸水下孵育10min以使酶灭活,并置于8000rpm下离心30min，收集上清液，即得到酵母蛋白酶解物(为酶解液)。若一次制得大量酶解物，可将其冷冻干燥，即得到酵母蛋白酶解物干粉，将酵母蛋白酶解物干粉置于‑20℃的条件下保存。

[0096] 4.酵母蛋白酶解物分离纯化

[0097] 对于3.2中得到的酵母蛋白酶解物，使用装有3kDa和1kDa超滤膜的超滤管Amicon Ultra‑15截留其中的多肽。截留时，将酵母蛋白酶解物转移至装有超滤膜的超滤管中进行离心，离心机温度4℃，离心力5000g，离心时间为15min。经过离心后，保留分子量小于3kDa且大于或等于1kDa和小于1kDa的两个组分。分别冷冻干燥滤出组分(小于1kDa的组分)和截留组分(小于3kDa且大于或等于1kDa的组分)进行抗氧化能力测试等性能表征。

[0098] 在其他一些实施例中，离心时间和离心力也可以根据需求进行调整，但离心力不宜超过8600g，离心时间不宜超过20min。

[0099] 5.酶解物的性能表征结果

[0100] 对于上述滤出组分和截留组分，进行了XRD分析。分析结果如图5所示，图中“木”、“碱”和“风”分别代表木瓜蛋白酶处理、碱性蛋白酶处理和风味蛋白酶处理，“3”表示小于3kDa且大于或等于1kDa的组分，“1”表示小于1kDa的组分。由图5可知，不同样品在不同的2θ角度下显示出不同的衍射峰，且峰的高度也存在较大差异。这表明，酵母蛋白在经过不同的酶处理后，得到的多肽的种类不同，且各种多肽的含量也不同。

[0101] 此外，对不同酶处理后的酶解物的抗氧化能力进行了测试。在进行抗氧化能力测试时，采用甲基紫褪色光度法，该方法可通过测量含甲基紫的体系在580nm下的吸光度来测2+
量体系中的羟自由基·OH的含量。其基本原理为：F 与H2O2发生Fenton反应生成·OH，·OH与甲基紫中具有高电子云密度的—C＝C—基团发生亲电加成反应，从而使甲基紫褪色。也就是说，假设上述滤出组分和截留组分中的酶解产物(酵母肽)具有较高的抗氧化能力，则酶解产物将清除·OH，使反应体系中的甲基紫更不容易褪色，体系的颜色更深,体系在
580nm下的吸光度更高。

[0102] 如图1为抗氧化能力测试结果，图中MV表示不含·OH的甲基紫溶液，Blank表示清水对照，“酵母肽”后的括号中的“木”、“碱”和“风”分别代表木瓜蛋白酶处理、碱性蛋白酶处理和风味蛋白酶处理。“＜3kDa”表示小于3kDa且大于或等于1kDa的组分，“＜1kDa”表示小于1kDa的组分。

[0103] 对比加入5种组分的甲基紫溶液的吸光度测量结果可知，“酵母肽(木)＜3kDa”组的吸光度最高，表明这一种组分本身具有较强的抗氧化能力。木瓜蛋白酶、碱性蛋白酶和风味蛋白酶都可以用于水解酵母蛋白并制得具有抗氧化能力的酵母肽。木瓜蛋白酶的作用pH为3.5～9，风味蛋白酶的作用pH为5～9。碱性蛋白酶的最适pH大于9，其在pH 8的条件下虽然能够水解蛋白质，但水解效率较低，而提高蛋白质水解时的pH可能造成多肽失活等问题。综合考虑酶的作用pH和产物酵母肽的抗氧化活性，本实施例中，最终选择“酵母肽(木)＜
3kDa”来进行酵母肽‑羟基酪醇复合物的制备。在其他的一些实施例中，也可选择风味蛋白酶、碱性蛋白酶或者其他能在pH7～8范围内发挥水解作用的蛋白酶水解酵母蛋白得到的酵母肽来制备酵母肽‑羟基酪醇复合物。

[0104] 进一步地，对于羟基酪醇和“酵母肽(木)＜3kDa”的ROS捕获性能，通过电子自旋共振(ESR)进行了测试。如图2为测试结果。图2显示了三个样品在磁场范围3460G到3540G内的ESR信号，图中Blank表示空白对照，酵母肽木3表示“酵母肽(木)＜3kDa”，羟基酪醇组中含有与“酵母肽(木)＜3kDa”等质量的羟基酪醇。三组中均添加有能捕获·OH的捕获剂DMPO2+ 2+
(5,5‑二甲基‑1‑吡咯啉‑N‑氧化物)、Fe 和H2O2(Fe 和H2O2发生反应将产生·OH)。其中，DMPO捕获·OH后，ESR图中将产生1:2:2:1的特征峰。

[0105] 由图2可知，三组样品均表现出了1:2:2:1的特征峰，表明3组中的DMPO均捕获了·OH。酵母肽木3和羟基酪醇均能够与DMPO竞争捕获·OH，使DMPO捕获到的·OH减少，表现为ESR信号峰值出现下降。而空白对照中不含任何能与DMPO竞争捕获·OH的物质。也就是说，如果某个样品的峰值明显低于空白对照，说明该样品具有较好的·OH捕获能力(其ROS捕获能力也较好)。

[0106] 对比各个样品的ESR信号强度可知羟基酪醇和酵母肽木3均具有较好的·OH捕获能力，有望用于制造具有良好抗氧化特性的酵母肽‑羟基酪醇复合物。

[0107] 6.酵母肽‑羟基酪醇复合物的制备

[0108] 以“酵母肽(木)＜3kDa”作为原料，按照如下方法制备酵母肽‑羟基酪醇复合物：

[0109] (1)将“酵母肽(木)＜3kDa”分散于低离子强度PBS缓冲液中，制成酵母肽分散液。酵母肽分散液中，酵母肽的质量浓度为1mg/mL。

[0110] (2)将羟基酪醇分散于低离子强度PBS缓冲液中，配制成羟基酪醇质量浓度为1mg/mL的羟基酪醇分散液。

[0111] (3)按照酵母肽分散液与羟基酪醇分散液质量比为1:1，将两种分散液混合并搅拌均匀，得到前驱液；搅拌时，在25℃条件下，持续以100rpm的转速搅拌1h。

[0112] (4)将磷脂酰胆碱溶于氯仿后在减压条件下蒸发氯仿，直至氯仿挥干，得到磷脂膜。向前驱液中加入磷脂膜。磷脂膜的加入量以磷脂酰胆碱计算，磷脂酰胆碱与前驱液的物质的量/体积比为0.1mmol/L。

[0113] (5)将前驱液预热至45℃，而后在40kHz、400W超声功率下对前驱液进行超声处理15min。超声过程中以100rpm的转速持续搅拌前驱液，并使前驱液先在45℃保温5min，5min后使前驱液以10℃/min的降温速率冷却至25℃，并维持25℃直至超声处理结束。

[0114] (6)使用高压均质机对前驱液进行高压均质处理。设定压力为300Mpa，循环3次。

[0115] (7)对高压均质处理后的前驱液进行冷冻干燥，即得到酵母肽‑羟基酪醇复合物。冷冻干燥按照一般的多肽冷冻干燥的方法进行即可。

[0116] 本实施例中，使用的低离子强度PBS缓冲液的配制方法为：称量1.37g NaCl、0.027g KCl、0.144g无水Na2HPO4和0.018g KH2PO4，溶解于800mL的蒸馏水中，搅拌均匀后调节pH为7.2，而后定容至1L。使用低离子强度PBS缓冲液既能够保护酵母肽的生物活性，又能够防止缓冲液中的离子浓度过高对酵母肽和羟基酪醇之间的结合产生干扰。在其他的一些实施例中，也可采用其他配方的低离子强度PBS缓冲液。

[0117] 将磷脂酰胆碱制成磷脂膜后，磷脂酰胆碱将形成双分子层结构，疏水的尾部位于内侧，亲水的头部位于外侧。而酵母肽和羟基酪醇中含有较多的亲水性基团(如羟基)，这些亲水性基团能够与磷脂酰胆碱的头部结合，使得酵母肽和羟基酪醇之间借助磷脂形成较为稳定的连接。同时，多肽中的一些疏水基团也可以和一些磷脂酰胆碱的尾部结合，这些磷脂酰胆碱的头部则与亲水的羟基酪醇发生结合，这增加酵母肽能够结合羟基酪醇的数量。此外，磷脂酰胆碱(磷脂膜)主要与羟基酪醇的醇羟基结合，对羟基酪醇具有抗氧化作用的酚羟基产生的干扰较小。且磷脂膜能够在一定程度上提升酵母肽‑羟基酪醇复合物的生物相容性。在超声处理初期提供45℃的加热温度，有利于加速磷脂膜的溶胀和分散，使其更好地与酵母肽和羟基酪醇结合。

[0118] 在其他的一些实施例中，也可省略步骤(4)，其余条件不变，也能够制得酵母肽‑羟基酪醇复合物。或者，也可以适当增加前驱液中磷脂膜的加入量或直接加入磷脂酰胆碱，但加入量(以磷脂酰胆碱计)不宜超过0.5mmol/L，以防磷脂膜干扰酵母肽‑羟基酪醇复合物对ROS的接触和捕获。

[0119] 7.酵母肽‑羟基酪醇复合物的ROS捕获性能表征

[0120] ROS包括自由基和非自由基化合物，前者包括羟基自由基(·OH)，后者包括过氧化氢(H2O2)，而H2O2可被抗氧化的超氧化物歧化酶(SOD)中和。本部分中，对酵母肽‑羟基酪醇复合物的·OH捕获能力和超氧化物歧化酶活性进行表征。

[0121] 如图3为酵母肽‑羟基酪醇复合物、羟基酪醇和酵母肽木3的·OH捕获能力测试结果，测试采用采用甲基紫褪色光度法。图4为各组的实物照片。由图3和图4可知，对于酵母肽‑羟基酪醇复合物组，甲基紫在580nm处特征峰的吸光度没有明显下降，表明其抗氧化能力较好，即捕获·OH的能力较高。将捕获·OH捕获的能力排序：酵母肽‑羟基酪醇复合物>羟基酪醇>酵母肽木3。

[0122] 如图6为酵母肽‑羟基酪醇复合物、羟基酪醇和酵母肽的SOD活性对比。图中作为对照组的CeO2是一种ROS清除剂，具有SOD活性。由图可知，酵母肽本身虽然没有SOD活性，但其与羟基酪醇形成的复合物具有较高的SOD活性，且高于羟基酪醇本身的SOD活性。

[0123] 8.酵母肽‑羟基酪醇复合物的生物相容性测试

[0124] 使用MTT法检测酵母肽‑羟基酪醇复合物的生物相容性。测试时，分别使用含12.5μg/mL、25μg/mL、50μg/mL和100μg/mL的酵母肽‑羟基酪醇复合物的细胞培养液培养细胞24h，然后检测细胞的存活率。如图7为测试结果，由图7可知，酵母肽‑羟基酪醇复合物的生物相容性良好，表现为培养液中含酵母肽‑羟基酪醇复合物的4组细胞的存活率都在90％以上。且部分组别的细胞存活率大于对照组，这可能是因为部分细胞出现了增殖。

[0125] 实施例2

[0126] 本实施例中，使用实施例1制得的酵母肽‑羟基酪醇复合物，以测试其防止细胞对紫外线照射产生氧化应激的能力。

[0127] 实验材料包括：

[0128] (1)细胞系：人皮肤成纤维细胞(HSF)；

[0129] (2)酵母肽‑羟基酪醇复合物；

[0130] (3)DMEM培养基，含10wt％胎牛血清(FBS)；

[0131] (4)pH 7.5磷酸盐缓冲液(PBS)；

[0132] 将人皮肤成纤维细胞接种于6孔板中，每孔1×105个细胞，在37℃，5％CO2的培养箱中培养，培养时使用DMEM培养基(含10wt％FBS)，培养时间为24h。

[0133] 将细胞随机分为以下三组，每组3个重复孔：

[0134] 空白对照组：未处理，无UV照射。

[0135] UV照射组：无任何防护，直接UV照射。

[0136] 酵母肽‑羟基酪醇复合物组：处理复合物后UV照射。

[0137] 在UV照射前30分钟，除去原有的培养液，加入3.5mL含酵母肽‑羟基酪醇复合物的新鲜培养液(所含酵母肽‑羟基酪醇复合物质量浓度为25μg/mL),进行预培养

[0138] 预培养结束后除去培养液，用PBS洗涤细胞，加入不含酵母肽‑羟基酪醇复合物的2
新鲜培养液，而后用UV灯照射细胞，照射剂量和时间为：UV‑B：50mJ/cm，持续6h。

[0139] UV照射结束后，继续培养24小时。而后使用胰酶消化细胞，并使用TUNEL细胞凋亡检测试剂盒按照说明书进行细胞凋亡率检测。结果如表4所示。

[0140] 表4

[0141]

[0142] 以上结果表明，加入了酵母肽‑羟基酪醇复合物的细胞凋亡率明显低于UV照射组，这表明酵母肽‑羟基酪醇复合物能够有效捕获细胞培养体系中的ROS，具有防止细胞因紫外线照射产生氧化应激的能力。

[0143] 实施例3

[0144] 由于酵母肽‑羟基酪醇复合物具有较好的ROS捕获能力，在生物化学研究中，其可以作为一种指示剂。例如，已有研究表明，高糖环境可能引起血管内皮细胞凋亡，当需要探究高糖是否通过诱导血管内皮细胞发生氧化应激来诱导血管内皮细胞凋亡时，即可使用酵母肽‑羟基酪醇复合物作为“指示剂”，根据细胞的存活情况来进行初步的判断。

[0145] 已知高糖环境确实能够通过诱导血管内皮细胞发生氧化应激来诱导血管内皮细胞凋亡，本实施例中，使用实施例1中制备的酵母肽‑羟基酪醇复合物进行了验证性实验。

[0146] 实验材料：

[0147] (1)人脐静脉内皮细胞HUVECs。

[0148] (2)DMEM培养基(含10wt％胎牛血清)。

[0149] (3)酵母肽‑羟基酪醇复合物。

[0150] (4)细胞凋亡检测试剂盒(Annexin V/PI双染试剂盒)。

[0151] 将血管内皮细胞在标准条件下(37℃，5％ CO2)培养至对数生长期。使用胰蛋白酶5
消化细胞，并进行细胞计数。将细胞接种到6孔板中，每孔1x10个细胞，用于后续实验。

[0152] 实验分组：

[0153] 对照组：使用正常糖浓度(4.5mM葡萄糖)的DMEM培养基培养细胞。

[0154] 高糖组：使用高糖(30mM葡萄糖)的DMEM培养基培养细胞。

[0155] 高糖+酵母肽‑羟基酪醇复合物组：在高糖培养基中添加酵母肽‑羟基酪醇复合物(分散于含30mM葡萄糖的DMEM培养基中，酵母肽‑羟基酪醇复合物质量浓度为25μg/mL)培养细胞。

[0156] 按照以上分组进行处理，培养细胞24h后，使用Annexin V/PI双染试剂盒检测细胞凋亡率。结果如表5所示。

[0157] 表5

[0158]  对照组 高糖组 高糖+酵母肽‑羟基酪醇复合物组
凋亡率(％) 3.8 16.8 10.1

[0159] 以上结果表明，加入酵母肽‑羟基酪醇复合物能够缓解高糖导致的人脐静脉内皮细胞凋亡，即高糖可能通过诱发人脐静脉内皮细胞的氧化应激来诱导人脐静脉内皮细胞凋亡。

[0160] 除此之外，酵母肽‑羟基酪醇复合物还有其他用途，包括：

[0161] 食品添加剂：将该复合物添加到果汁、酸奶、营养棒等食品中，作为天然的抗氧化剂，增强食品的抗氧化性能，延长保质期。

[0162] 放疗/化疗辅助治疗：在癌症放疗或化疗过程中，患者体内会产生大量ROS，导致细胞损伤。该复合物可以作为辅助治疗手段，减少ROS对正常细胞的伤害。

[0163] 运动补充剂：运动员在剧烈运动后体内ROS水平会升高，影响身体恢复。将该复合物加入运动饮料或补充剂中，有助于运动员更快地恢复体力。

[0164] 植物保护剂：在植物生长过程中，ROS的积累会导致植物受到伤害。将该复合物制成植物保护剂，喷洒在植物上，可以帮助植物抵抗ROS的侵害，提高植物的抗逆性。

[0165] 抗衰老护肤品：用于面霜、精华液、面膜等护肤产品，保护皮肤免受自由基损害，延缓皮肤老化。

[0166] 显然，上述实施例仅仅是为清楚地说明所作的举例，而并非对实施方式的限定。对于所属领域的普通技术人员来说，在上述说明的基础上还可以做出其它不同形式的变化或变动。这里无需也无法对所有的实施方式予以穷举。而由此所引伸出的显而易见的变化或变动仍处于本专利申请权利要求的保护范围之中。