[0001] 本申请涉及生命科学技术领域，具体涉及一种高通量简化噬菌体基因组骨架的方法。

[0002] 噬菌体是地球上最丰富、最具基因多样性的生物体。在一个多世纪的时间里，噬菌体研究一直是许多生物发现的关键，它为分子生物学提供了重要的生物技术工具。近年来，病毒宏基因组测序显示，在人类肠道和其他环境中发现了大量噬菌体序列。这些序列的大部分(＞75％)是新型的，超过95％的序列属于有尾双链(ds)DNA噬菌体。此外，噬菌体已被认为是潜在的治疗细菌感染的天然抗菌药物。但同时，噬菌体作为潜在的治疗细菌感染的天然抗菌药物存在的宿主特异性、容易产生抗性等问题，直接影响噬菌体的成药性。因此，科研工作者对噬菌体进行了许多合成生物学方面的努力，以克服这些限制。

[0003] 无尾噬菌体如M13和X174，具有非常紧凑和较小的基因组(＜10kb)，由于编码有限数量的基因相对简单，使其易于编辑和理解其基因的功能。而有尾噬菌体的基因组通常数量相对较大(14～500kbp)且呈异常多样化，这使得大规模获得有尾噬菌体简化基因组存在较大挑战性。其中一个挑战是：在基因组规模内，没有有效的方法来识别噬菌体的非必需基因。比如模式噬菌体T7的25个非必需基因，是从最近三四十年的大量研究中积累知识中获得的。噬菌体的扩增完全依赖其宿主，其独特的自我传播特性，使得在细菌中广泛使用的方法(在微生物如大肠杆菌、酵母、芽孢杆菌和支原体中广泛应用的简化基因组方法，如同源重组、Tn5突变等)可能不适合大规模在有尾噬菌体中应用。此外，由于噬菌体基因组的高度多样性的特征，使得通过生物信息方法比对很难获得非必需基因信息。

[0004] 从头合成简化基因组，需要高通量鉴定噬菌体的非必需基因，但高通量鉴定方法如dCas9方法，有两个原因导致失败：一是由于噬菌体基因组在细菌中会复制很多份，使许多噬菌体基因组的基因表达不能完全被dCas9抑制，导致假阳性结果；第二，噬菌体的基因很多是串联转录的，dCas9抑制上游基因,将导致所有下游基因的抑制表达，导致了假阴性的结果。而Tn5类似的转座子方法同样由于噬菌体独特的生长方式而导致鉴定效率下降。

[0046] 为了使本申请要解决的技术问题、技术方案及有益效果更加清楚明白，以下结合实施例，对本申请进行进一步详细说明。应当理解，此处所描述的具体实施例仅仅用以解释本申请，并不用于限定本申请。

[0047] 术语“第一”、“第二”仅用于便于描述目的，而不能理解为指示或暗示相对重要性或者隐含指明技术特征的数量。“多个”的含义是两个或两个以上，除非另有明确具体的限定。

[0048] 噬菌体合成生物学可以将功能基因或基因线路整合到噬菌体基因组中，增强其在噬菌体治疗及其他不同生物工程应用中的抗菌活性和潜力。这种基因线路整合可能具有挑战性，因为噬菌体颗粒的DNA包装空间有限。噬菌体的附属基因可以帮助噬菌体更好地适应广泛的生态环境，但在给定条件下，它可能是非必要的。这些非必需基因的删除可以在噬菌体基因组中创造一些空间。同时，从噬菌体基因组中去除多余的基因将有助于促进对噬菌体‑宿主相互作用模式和噬菌体生理学的理解。这种理解可以进一步促进重新设计更强大的噬菌体基因组，为基本的生物发现铺平道路。

[0049] 为了解决这些挑战，本申请实施例提供了一种自上而下的不断高通量删除基因以简化基因组的方法，即依赖CRISPR‑cas9的迭代简化噬菌体基因组方法(CiPGr)。本申请实施例中，噬菌体可以为有尾噬菌体，也可以为无尾噬菌体。

[0050] 为了说明本申请所提供的技术方案，以下结合具体附图及实施例进行详细说明。

[0051] 具体的，参考图1，该方法包括如下步骤：

[0052] S10.设计并合成两种或两种以上噬菌体的多个CiPGr序列文库，将各CiPGr序列文库分别与pTarget质粒骨架组装，形成CiPGr质粒文库。

[0053] 该步骤中，针对潜在的可删除基因序列，设计噬菌体的CiPGr序列文库，本申请实施例可以同时对两种或两种以上的噬菌体设计CiPGr序列文库，其中，一种噬菌体可以设计一个CiPGr序列文库，也可以设计两个CiPGr序列文库。

[0054] 各CiPGr序列文库包括n个CiPGr序列，n的取值取决于一种噬菌体中潜在的可删除基因的数量，n为大于或等于2的自然数。本申请实施例中，CiPGr序列至少包括向导RNA(guide RNA，gRNA)，且每个CiPGr序列的gRNA各不相同，以匹配一种噬菌体中不同的可删除基因。应当理解的是，噬菌体中已知的必需基因，或者在美国国家生物技术信息中心(NCBI)上噬菌体的同源必需基因，不用设计向导RNA(guide RNA，gRNA)。

[0055] 在一些实施例中，CiPGr序列包含条形码、两条同源臂、启动子、gRNA和引物。其中，条形码用于区分不同的噬菌体文库，通过条形码引物PCR将不同的噬菌体分开；引物为gRNA序列的一部分，在将“CiPGr序列与pTarget质粒骨架组装”进行Gibson组装时，作为Gibson组装的位点。

[0056] 本申请实施例将所有CiPGr序列在DNA芯片上合成，实现CiPGr序列文库的批量合成。示例性的，在一个6000条大小的DNA芯片中合成了所有设计的CiPGr序列文库。在一个实施例中，设计CiPGr序列的长度为200bp，以方便基因序列在DNA芯片上的合成，并降低合成成本。示例性的，CiPGr序列为200bp，其中，条形码20bp，两条同源臂各为50bp，启动子36bp，spacer 20bp，以及引物24bp。

[0057] 本申请实施例中，通过PCR技术将多个CiPGr序列文库进行拆分，即对CiPGr序列文库中的CiPGr序列按不同噬菌体进行PCR分离。具体的，通过CiPGr序列上的引物和条形码，对CiPGr序列文库进行PCR分离，将多个CiPGr序列文库拆分成单个CiPGr序列文库。示例性的，PCR分离的循环条件为：98℃，2分钟；98℃，10s，58℃，20s，72℃，6s；72℃，10分钟，在4℃保存。

[0058] 本申请实施例中，将各CiPGr序列文库分别与pTarget质粒骨架组装，CiPGr序列文库中的CiPGr序列与pTarget质粒骨架组装形成CiPGr质粒，CiPGr序列文库中的CiPGr序列组装后形成的CiPGr质粒，组合形成一个CiPGr质粒文库。

[0059] 在一些实施例中，pTarget质粒骨架包括CmR和Ori，其中，CmR表示氯霉素耐药基因，Ori限位复制的起源。在一些实施例中，pTarget质粒骨架可以通过PCR扩增，PCR扩增得到的pTarget质粒骨架可以采用凝胶电泳法纯化。在一些实施例中，在将CiPGr序列文库与pTarget质粒骨架组装之前，采用凝胶电泳法对CiPGr序列文库进行纯化处理。

[0060] 在一些实施例中，将各CiPGr序列文库分别与pTarget质粒骨架组装的方法为：将各CiPGr序列文库和pTarget质粒骨架通过Gibson组装反应进行连接后，纯化处理。示例性的，每个CiPGr文库和pTarget质粒骨架的连接都通过4个平行的Gibson组装反应实现。由此，得到含有CiPGr序列的pTarget质粒，且不同的单个宿主细胞，可能含有不同的pTarget质粒。

[0061] S20.将CiPGr质粒文库中的CiPGr质粒进行转化，筛选含有CiPGr质粒的转化态细胞，从转化态细胞中提取CiPGr质粒；将CiPGr质粒转化进入含有spCas9质粒的宿主细菌中，得到CiPGr质粒‑细菌文库，CiPGr质粒‑细菌文库中含有n种CiPGr质粒‑细菌。

[0062] 该步骤中，将CiPGr质粒文库中的CiPGr质粒进行转化，丰富CiPGr质粒的数量。在一些实施例中，将每个CiPGr质粒文库中的CiPGr质粒转化DH5α大肠杆菌感受态细胞，平行转化2～10次，收集转化后的DH5α大肠杆菌感受态细胞；将DH5α大肠杆菌感受态细胞铺在含有氯霉素和卡那霉素的培养皿上培养，筛选含有CiPGr质粒的DH5α大肠杆菌转化态细胞，从DH5α大肠杆菌转化态细胞中提取CiPGr质粒。

[0063] 示例性的，将DH5α大肠杆菌感受态细胞铺在含有氯霉素和卡那霉素的培养皿上培养的方式，可以为：37℃条件下培养过夜。

[0064] 将CiPGr质粒转化进入含有spCas9质粒的宿主细菌中，得到CiPGr质粒‑细菌文库，所述CiPGr质粒‑细菌文库中含有n种CiPGr质粒‑细菌。此时，宿主细菌中包含双质粒系统即pTarget质粒和spCas9质粒。其中，含有spCas9质粒的宿主细菌根据噬菌体的种类确定。示例性的，当噬菌体含有有尾噬菌体T7、T4、seszw和selz中的至少一种时，含有spCas9质粒的宿主细菌可以为含有spCas9质粒的大肠杆菌(Mg1655)和含有spCas9质粒的鼠伤寒沙门氏菌。

[0065] 本申请实施例可以将得到的CiPGr质粒‑细菌文库在‑80℃的条件下保存。

[0066] 在一些实施例中，为了评估CiPGr质粒‑细菌文库中设计的CiPGr序列文库的覆盖情况，进行针对CiPGr序列文库的PCR，并通过HiSeq 2500(Illumina)测序。将得到的原始测序数据去除低质量数据后，将测序数据比对到设计的CiPGr文库序列，并确定每个CiPGr文库序列在质粒库中100％一致的比例。

[0067] S30.将野生型噬菌体和对应的CiPGr质粒‑细菌文库在培养基中培养，取突变噬菌体产物转移到新鲜的CiPGr质粒‑细菌文库中继续培养，重复迭代培养，生成突变噬菌体库。

[0068] 该步骤中，取CiPGr质粒‑细菌文库，加入培养基中，培养过夜。当CiPGr质粒‑细菌文库为‑80℃的条件下保存的CiPGr质粒‑细菌文库时，将CiPGr质粒‑细菌文库冰上融化后，取CiPGr质粒‑细菌文库加入培养基。示例性的，培养温度课为37℃；示例性的，培养基可为LB培养基。在一些实施例中，为了防止其他菌对CiPGr质粒‑细菌文库的污染，在培养基中加入抗生素和L‑阿拉伯糖。

[0069] 在一个实施例中，将CiPGr质粒‑细菌加入LB培养基中，加入抗生素和L‑阿拉伯糖过夜培养。

[0070] 将野生型噬菌体和对应的CiPGr质粒‑细菌文库在培养基中培养，噬菌体侵染对应的CiPGr质粒‑细菌文库，将噬菌体DNA注进对应的CiPGr质粒‑细菌文库的细胞内。而CiPGr质粒‑细菌中pTarget编码的gRNA引导spCas9编码的Cas9核酸酶结合到野生型噬菌体上的目标基因上，并使目标基因双链断裂。通过同源序列诱导的同源重组(HR)修复，导致噬菌体基因缺失或破坏。如果该基因对噬菌体生长不必需，突变噬菌体的后代可以在没有该基因的情况下扩增。野生型噬菌体侵染CiPGr质粒‑细菌文库中不同的CiPGr质粒‑细菌，导致不同的基因被删除，从而产生突变噬菌体产物。本申请实施例中，野生型噬菌体和对应的CiPGr质粒‑细菌文库在培养基中进行第一次培养后产生的突变噬菌体产物纯化，形成第一代突变噬菌体库。

[0071] 应当理解的是，本申请实施例中，对应的CiPGr质粒‑细菌文库，是指野生型噬菌体能够侵染的CiPGr质粒‑细菌。

[0072] 取突变噬菌体产物转移到新鲜的CiPGr质粒‑细菌文库中继续培养，使突变噬菌体产物转移到新鲜的含有双质粒的细菌中，可能侵染含有不同CiPGr质粒‑细菌，并删除不同的基因。经过重复迭代培养，将突变噬菌体产物不断转移到新的含有双质粒的细菌即CiPGr质粒‑细菌中，将使野生型噬菌体基因组上的基因删除不断积累。同时，具有生长优势的突变株，可以产生更多的子代，并最终在突变种群中占据主导地位，成为优势株。在一些实施例中，重复迭代培养的重复次数为300‑600次，从而有利于简便地检测出非必需基因、准必需基因和必需基因。

[0073] 应当理解的是，本申请实施例所指的新鲜的CiPGr质粒‑细菌文库，是指没有与野生型噬菌体共培养的CiPGr质粒‑细菌文库，并不一定是新鲜配置的CiPGr质粒‑细菌文库。但应该理解的是，对于同一个野生型噬菌体而言，重复迭代培养的CiPGr质粒‑细菌文库、重复迭代培养的CiPGr质粒‑细菌文库以及第一次培养过程中的CiPGr质粒‑细菌文库的类型一致。

[0074] 在一些实施例中，突变噬菌体库的生成步骤为：

[0075] 将野生型噬菌体和对应的CiPGr质粒‑细菌文库在培养基中培养，生成第一代突变噬菌体产物，离心第一代突变噬菌体产物，取上清液，得到第一代突变噬菌体库；将部分第一代突变噬菌体库和新鲜的CiPGr质粒‑细菌文库培养基中继续培养，生成第二代突变噬菌体产物，离心第二代突变噬菌体产物，取上清液，得到第二代突变噬菌体库；将部分第二代突变噬菌体库和新鲜的CiPGr质粒‑细菌文库在培养基中培养，生成第三代突变噬菌体产物，离心第三代突变噬菌体产物，取上清液，得到第三代突变噬菌体库；重复该迭代培养的步骤，使转移次数达到300～600次，收集各突变噬菌体库。

[0076] 在这种情况下，突变噬菌体产物不断转移到新的含有双质粒的细菌即CiPGr质粒‑细菌中，使野生型噬菌体基因组上的基因删除不断积累，从而形成缺失不同基因的突变噬菌体，各种不同基因缺失的突变噬菌体形成突变噬菌体库。突变噬菌体库中各种不同缺失基因形成可删除基因集。

[0077] 上述方法中，每一次将培养后得到的突变噬菌体库的一部分，加入新鲜的CiPGr质粒‑细菌文库，另一部分在低温条件下储存，已进行进一步的分析。在一些实施例中，重复迭5
代培养的步骤中，定期测定突变噬菌体库的滴定浓度；当得到的突变噬菌体的浓度少于10个/ml时，采用野生型宿主细胞培养突变噬菌体库。由于传代导致突变噬菌体数量下降，在这种情况下，可以通过野生型宿主细胞培养扩大突变噬菌体的数量或菌体浓度。示例性的，每10次转接,测定一次突变噬菌体库的滴定浓度。

[0078] S40.对间隔一定转移次数后得到的突变噬菌体库进行测序，确认所述噬菌体中的所有可删除基因。

[0079] 该步骤中，对间隔一定转移次数后得到的突变噬菌体库进行测序，获取突变噬菌体的可删除基因信息。该步骤可以在得到突变噬菌体库后，对储存的所有突变噬菌体进行测序，也可以在培养突变噬菌体的过程中，对得到的突变噬菌体进行测序。

[0080] 在一些实施例中，采用PCR监测一次噬菌体基因的删除。示例性的，采用一μL的突变噬菌体上清液作为PCR的模板，使用Ex Taq DNA聚合酶(Takara,RR01AM)，通过适当的引物在目标基因上进行扩增，通过琼脂糖凝胶电泳和Sanger测序验证基因的删除。

[0081] 本申请实施例中，为了监测基因缺失的效率，按照噬菌体DNA分离试剂盒(NORGEN,46850)的手册，提取突变噬菌体库的DNA，采用HiSeq1500测序仪进行DNA测序。示例性的，对噬菌体T7和T4的第20、30、40和50次转接产物进行测序，然后每50到100次转接进行一次测序。

[0082] 在一种可能的实施方式中，本申请实施例提供的方法还可以筛选单种具有活性的突变噬菌体。在一些实施例中，筛选单种具有活性的突变噬菌体，包括：

[0083] 将1×103～5×103PFU的突变噬菌体库与野生型宿主细胞在固态培养基中培养，随机挑选若干大菌斑和小菌斑进行分离纯化；将过夜培养的宿主细胞和新鲜LB培养基加入到96孔板中，加入单种突变噬菌体后，在酶标仪上培养，每隔一段时间检测一次OD600，持续12～24小时；根据杀菌曲线选择突变噬菌体，并通过划板法对所选择的所述突变噬菌体进行进一步纯化。

[0084] 示例性的，以有尾噬菌体T7、T4、seszw和selz为例，每一种噬菌体两个文库(共形3
成8个CiPGr质粒‑细菌文库)。为了获得单种突变噬菌体，将1×10 PFU的突变噬菌体库与
300μL的野生型宿主细胞和10mL浓度为0.7％的LB琼脂被加入到一个管中混合，并倒入平板，并在37℃条件下过夜培养。随机挑取8个大的和8个小的斑块，然后进行分离纯化。为了确定单个突变噬菌体的杀菌效果，将10μL过夜培养的宿主细胞、200μL新鲜LB培养基加入到
96孔板中，并将单个噬菌斑纯化并挑取到96孔板中，在酶标仪上于37℃条件下进行培养，并且每10min检测一次OD600，持续12小时；根据杀菌曲线即噬菌体一步生长曲线选择突变噬菌体，并通过划板法进行进一步纯化，得到单种具有活性的突变噬菌体。

[0085] 示例性的，噬菌体一步生长曲线测定方法为：菌划线后，挑单克隆过夜培养；噬菌5
体新鲜培养，测浓度，稀释到10 PFU备用；将培养基预热后，1％体积接种10ml，共3管，37℃培养2h后，室温7000g离心，去上清，加入5ml预热的培养基，震荡混匀；加入0.2mmol/L的CaCl，加入100μL噬菌体，震荡混匀；室温静置5min后，加入预热的培养基30ml，震荡混匀；培养一定时间后取样持续检测浓度。

[0086] 本申请实施例通过上述步骤，可以快速、高通量地获得具有活性的简化噬菌体基因组，特别是对于有大量未知功能基因的新噬菌体。

[0087] 将野生型噬菌体和对应的所述CiPGr质粒‑细菌文库进行迭代培养的过程中，野生型噬菌体基因组上的基因删除不断积累，同时，具有生长优势的噬菌体突变体，可以产生更多的子代，并最终在突变种群中占据主导地位，成为优势株。

[0088] 本申请实施例中，分离噬菌体突变体并进行单克隆测序，可以得到简化的噬菌体基因组；而把噬菌体突变文库混合在一起竞争培养，可以分离出具有比野生型噬菌体更强的突变株。在一种可能的实施方式中，本申请实施例提供的方法还可以筛选优势突变噬菌体，筛选步骤包括：

[0089] 把突变噬菌体库中的突变噬菌体混合后，与对应的野生型宿主细胞共培养后，转移到新鲜的野生型宿主细胞中再次培养，重复“转移到新鲜的野生型宿主细胞中再次培养”的步骤N‑1次，得到TN突变噬菌体((其中，T表示转接，N表示转移数))；

[0090] 将1×103～5×103PFU的TN突变噬菌体、野生型宿主细胞和LB琼脂混合后倒入LB平板，培养过夜；

[0091] 挑选不同的噬菌斑进行纯化后，将过夜培养的宿主细胞和新鲜LB培养基加入到96孔板中，并将单个斑块提纯后转移到96孔板中，在酶标仪上培养，并且每隔一段时间检测一次OD600，持续12～24小时；根据杀菌曲线括筛选优势突变噬菌体。

[0092] 示例性的，以有尾噬菌体T7、T4、seszw和selz为例，把不同转接的突变噬菌体库混5 8
合在一起，混合的突变噬菌体库(10PFU)与相应的对数生长(10 PFU)的野生型宿主细胞共培养2小时，得到T1突变噬菌体；将部分T1突变噬菌体再次转移到新鲜宿主细胞培养，这样
3
一共进行8次转移，共扩增16‑20代，得到T8突变噬菌体。将10PFU的T8突变噬菌体、300μL野生型宿主细胞和10mL浓度为0.7％的LB琼脂被加入到一个管中混合，并倒入LB平板，在37℃条件下培养过夜。挑取3个不同的噬菌斑进行纯化。为了确定单中突变噬菌体的杀菌效果，将10μL过夜培养的宿主细胞、200μL新鲜LB培养基加入到96孔板中，并将单个斑块提纯并转移到96孔板中，在酶标仪上，37℃进行培养，并且每10min检测一次OD600，持续12小时。

[0093] 本申请实施例可以通过对突变噬菌体库进行宏基因组测序，简便地检测出非必需基因、准必需基因和必需基因。在一种可能的实施方式中，本申请实施例提供的方法还包括所述噬菌体中非必需基因、准必需基因和必需基因的确定。

[0094] 在一些实施例中，噬菌体中非必需基因、准必需基因和必需基因的确定，包括：

[0095] 分析突变噬菌体文库中突变噬菌体的缺失基因的概率，缺失频率＜5％的可删除基因确定为噬菌体的准必需基因，缺失频率＞5％的可删除基因确定为噬菌体的非必需基因，可删除基因未检测到删除的基因确定为噬菌体的必需基因。

[0096] 应当理解的是，一个基因突变的频率表示为在一个突变文库中基因删除/基因保留所占的百分比。将野生型噬菌体和对应的所述CiPGr质粒‑细菌文库进行迭代培养的过程中，野生型噬菌体基因组上的基因删除不断积累，根据迭代培养的结果，可以初步将噬菌体基因分类为三组：(1)在分离的单个突变噬菌体基因组中缺失的基因，基因缺失的频率相对较高，超过5％，被归类为非必需基因。(2)可删除基因集中基因缺失的频率<5％的其他基因被归类为准必需基因。这些基因的缺失会产生有缺陷的噬菌体，其增长优势比删除非必需基因的突变体更差。(3)在可删除基因集中未检测到的基因对噬菌体的生长是重要的，归类为必需基因。

[0097] 示例性的，以有尾噬菌体T7、T4、seszw和selz为例，在分离的单个的突变噬菌体基因组中，检测到的基因缺失的多数(T7 100％、T4 92.4％、seszw94.1％、selz 98.4％)在转接的突变噬菌体文库中，显示了相对较高的频率＞5％,这表明这些基因对噬菌体生长的重要性低于其他基因(频率＜5％)。

[0098] 本申请实施例可以通过鉴定噬菌体的必需基因、非必需基因和准必需基因，获得最小噬菌体基因组和杀菌能力更强噬菌体。

[0099] 应当理解的是，真核病毒也可以参照本申请实施例提供的方法，通过高通量删除基因以简化基因组。上述方法中，噬菌体对应替代为真核病毒，宿主细菌对应替代为宿主细胞，CiPGr质粒‑细菌对应替代为CiPGr质粒‑细胞。

[0100] 下面参考图2，以有尾噬菌体T7、T4、seszw和selz为例，结合具体实施例进行说明噬菌体基因组简化方法，以及噬菌体基因中非必需基因、准必须基因的筛选和确定，以及优势株的形成和筛选。

[0101] (1)CiPGr质粒库设计、构建和转化

[0102] 针对有尾噬菌体T7、T4、seszw和selz的潜在的可删除基因序列，设计200bp的CiPGr序列文库共8个，每种噬菌体2个CiPGr序列文库。其中，CiPGr序列如图2‑a所示，包含条形码(20bp)、同源臂(50×2bp)、启动子(36bp)、spacer(20bp)和引物(24bp)。

[0103] 如图2‑c‑1所示，在6000条大小的DNA芯片上合成所有设计的CiPGr文库。4种噬菌体的cassette‑100(破坏基因)和cassette‑gene cassettes(删除基因)通过PCR分离，其中，PCR分离的循环条件为：98℃，2分钟；98℃，10s，58℃，20s，72℃，6s；72℃，10分钟，在4℃保存。

[0104] 如图2‑c‑2所示，利用PCR扩增pTarget质粒目标骨架，用凝胶电泳法纯化了质粒骨架和CiPGr文库。通过4个平行的Gibson组装将每个CiPGr序列文库与pTarget质粒骨架组装形成CiPGr质粒文库后，进行纯化。将纯化后的CiPGr质粒文库转化DH5α大肠杆菌感受态细胞，每个文库平行转化2～10次，收集转化后的DH5α大肠杆菌感受态细胞；将DH5α大肠杆菌2
感受态细胞铺在15cm 培养皿中，加入氯霉素和卡那霉素，37℃培养过夜。将菌落从培养皿上刮下来后，从DH5α大肠杆菌转化态细胞中提取CiPGr质粒。将8个CiPGr质粒库转化进入大肠杆菌(Mg1655，含有spCas9质粒)和鼠伤寒沙门氏菌(含有spCas9质粒)中，得到CiPGr质粒‑细菌文库，保存在‑80℃备用。

[0105] 该步骤中，为了评估质粒库中设计的CiPGr文库的覆盖情况，进行针对CiPGr文库的PCR，并通过HiSeq 2500(Illumina)测序。将得到的原始测序数据去除低质量数据，将测序数据比对到设计的CiPGr文库序列，确定了每个CiPGr文库序列在质粒库中100％一致的比例。

[0106] (2)突变噬菌体库的生成和宏基因组测序

[0107] 取出‑80℃保存的含有CiPGr质粒‑细菌文库，冰上融化后，每个文库取出300μL，加入15ml的LB培养基中，同时加入抗生素和L‑阿拉伯糖，37℃过夜培养。如图2‑c‑3，1ml噬菌9 9
体(10PFU/ml)、1ml相应的含有质粒文库宿主细胞(10CFU/ml)和1ml LB培养基加入摇菌管中，37℃培养6h后，生成第一代突变噬菌体产物。取上述的1mL第一代突变噬菌体产物，离心取上清，再次转移到1ml新鲜的含有CiPGr质粒‑细菌文库和1ml LB培养基中培养；如上述过程，转接进行了300‑600次。图3提供了噬菌体可删除基因库，表示在第n次转接的噬菌体突变库的各种基因删除频率。该可删除基因库由两种类型的质粒库(基因破坏文库，基因删除文库)转接产生，其中，频率表示该基因相应reads(缺失或破坏)在群体中的百分比(log2)，相应的热图由phatmap R软件包生成。“L”表示删除了一个我们没有设计的大片段；“P”表示编码区域的一个或两个碱基缺失，导致密码子过早终止。

[0108] 其中，在每一次转接中产生的上清，1ml用于传代，1ml在4℃中储存，以进行进一步5
的分析。每10次转接，测定一次突变噬菌体库的滴定浓度。如果突变噬菌体浓度少于10个/ml，野生型的宿主细胞被用来培养突变的噬菌体库。

[0109] 每10次转接用PCR监测一次噬菌体基因的删除。1μL的上清被用作PCR的模板，使用Ex Taq DNA聚合酶(Takara,RR01AM)，并通过适当的引物在目标基因上进行扩增。通过琼脂糖凝胶电泳和Sanger测序验证基因的删除。如图4，提供了PCR监测噬菌体基因删除情况，通过PCR和凝胶电泳检测噬菌体T7基因组中gp4.7和gp5.3的删除效率。图中，gp4.7和gp5.3的条带大小分别从559bp和455bp减少到128bp和117bp。

[0110] 为了监测基因缺失的效率，按照噬菌体DNA分离试剂盒(NORGEN,46850)的手册，提取突变噬菌体库的DNA，DNA用了HiSeq1500测序仪进行测序。我们对噬菌体T7和T4的第20、30、40和50次转接产物进行测序，然后每50到100次转接进行一次测序。

[0111] (3)筛选、表征和基因组测序单个分离的突变噬菌体

[0112] 如图2‑c‑4，为了获得单个的突变噬菌体，将103PFU的突变噬菌体库与300μL的野生型宿主细胞和10mL的浓度为0.7％的LB琼脂被加入到一个管中混合，并倒入平板，在37℃过夜培养。随机挑取8个大的和8个小的斑块，然后进行分离纯化。

[0113] 为了确定单个突变噬菌体的杀菌效果，将10μL过夜培养的宿主细胞，200μL新鲜LB培养基加入到96孔板中，并将单个噬菌斑纯化并挑取到96孔板中。在酶标仪上，37℃进行培养，并且每10min检测一次OD600，持续12小时；根据杀菌曲线即噬菌体一步生长曲线选择突变噬菌体，并通过划板法进行进一步纯化。其中，噬菌体一步生长曲线测定的方法为：菌划5
线后，挑单克隆过夜培养；噬菌体新鲜培养，测浓度，稀释到10PFU备用；将培养基预热后，
1％体积接种10ml，共3管，37℃培养2h后，室温7000g离心，去上清，加入5ml预热的培养基，震荡混匀；加入0.2mmol/L的CaCl，加入100μL噬菌体，震荡混匀；室温静置5min后，加入预热的培养基30ml，震荡混匀；培养一定时间后取样持续检测浓度。

[0114] 图5为双层琼脂平板中突变噬菌体T7的噬菌斑；图6为突变噬菌体T7和T4对MG1655的杀菌曲线，以及突变噬菌体seszw和selz对沙门氏菌ST56的杀菌曲线。

[0115] (4)筛选、表征和基因组测序更强突变噬菌体

[0116] 把不同转接的突变噬菌体库混合在一起，把不同转接的突变噬菌体库混合在一5 8
起，混合的突变噬菌体库(10PFU)与相应的对数生长(10PFU)的野生型宿主细胞共培养2小时，得到T1突变噬菌体；将部分T1突变噬菌体再次转移到新鲜宿主细胞培养，这样一共进行
3
8次转移，共扩增16‑20代，得到T8突变噬菌体。将10 PFU的T8突变噬菌体、300μL野生型宿主细胞和10mL浓度为0.7％的LB琼脂被加入到一个管中混合，并倒入LB平板，在37℃条件下培养过夜。挑取3个不同的噬菌斑进行纯化。为了确定单中突变噬菌体的杀菌效果，将10μL过夜培养的宿主细胞、200μL新鲜LB培养基加入到96孔板中，并将单个斑块提纯并转移到96孔板中，在酶标仪上，37℃进行培养，并且每10min检测一次OD600，持续12小时。

[0117] 图7是筛选的更强噬菌体的杀菌曲线，其中，a为更强T7和T4突变株对MG1655和更强seszw和selz突变株对沙门氏菌(ST56)的杀菌曲线；b为T7、seszw、T4和selz的更强噬菌体的一步生长曲线。图中，WT表示野生型噬菌体；数据以三个实验的平均值±SD表示；采用PFU法测定噬菌体滴度。

[0118] 图8是筛选的更强噬菌体的基因图谱，其中，黑色条块表示基因缺失区域；黑色的点表示点突变。箭头表示基因，箭头的方向对应转录和翻译的方向。

[0119] (5)数据分析

[0120] 一个基因突变的频率表示为在一个突变文库中基因删除/基因保留所占的百分比。我们使用了开源的软件breseq(版本0.28.0)来预测每一个突变文库的点突变和基因删除；突变噬菌体的基因组组拼接使用SOAP‑denove(V2.04‑r241)软件。

[0121] CiPGr应用于四种不同的有尾噬菌体(模式噬菌体T7和T4；沙门氏菌噬菌噬菌体seszw和selz)，导致这些噬菌体的突变体删除8％～23％(3.3‑35kbp)的序列，产生了简化噬菌体骨架。突变噬菌体库的宏集测序表明，非必需基因和准必需基因占这些噬菌体基因总数的46.7％～65.4％。准必需基因(24％～26％)的丧失可能对噬菌体扩增造成严重损害，使得相应的突变体在突变文库中逐渐消失，导致在分离的单个突变体的基因组中检测不到准必需基因的删除。

[0122] 通过筛选获得了比野生型噬菌体杀菌能力更强的突变噬菌体。我们观察到，在杀死宿主方面，所筛选的更强突变体的表现比其野生型噬菌体更快(T7快5分钟，T4快2小时，seszw快1小时，selz快2小时)。

[0123] 上述结果表明，CiPGr是一种通用的、有效的方法，适用于没有任何先验知识的新型噬菌体和其他真核病毒。

[0124] 以上仅为本申请的可选实施例而已，并不用于限制本申请。对于本领域的技术人员来说，本申请可以有各种更改和变化。凡在本申请的精神和原则之内，所作的任何修改、等同替换、改进等，均应包含在本申请的权利要求范围之内。