[0001] 本发明医药技术领域，尤其是指XMU‑MP‑1在制备预防和/或治疗免疫性血小板减少症ITP药物中的应用。

[0002] 以巨核细胞成熟障碍为主要特征的免疫性血小板减少症(immune thrombocytopenic purpura，ITP)，是一种免疫介导的血液系统疾病，以血小板破坏增多和骨髓巨核细胞成熟障碍为主因，导致血小板数量急剧减少。临床表现主要以广泛的皮肤黏膜出血为主，也可出现危及生命的内脏出血，病情多迁延不愈，严重影响生活质量甚至危及生命。治疗上以减少血小板破坏和促进血小板生成为主，常规一线治疗方案包括糖皮质激素、静脉注射丙种球蛋白；二线治疗方案包括促血小板生成药物、利妥昔单抗、脾切除术及其他免疫抑制药物。

[0003] 目前临床上ITP的治疗方案主要是激素治疗，包括糖皮质激素常用泼尼松；出血严重者可用地塞米松，症状缓解后改服泼尼松。同时给予大剂量静脉丙种球蛋白确保药物效果。在发生颅内出血或急性内脏大出血时选择血小板输注，并同时予以大剂量肾上腺皮质激素，以减少输入血小板破坏。由于其治疗方案的特殊性，经常引起一系列不良反应。随着剂量增加、使用时间和疗程的延长，药物不良反应，尤其是心脏毒性和水肿等发生率有所增加，常见的不良反应包括：发热，水肿，血压升高甚至心血管系统异常以及过敏反应等，严重影响患者的预后。因此寻找更有效的治疗ITP的药物，同时减少不良反应的新方法显得尤为重要。

[0004] 化合物XMU‑MP‑1，分子式为C17H16N6O3S2，分子量416.48，XMU‑MP‑1可以抑制Hippo激酶MST1/2活性，因此能够激活下游效应分子YAP1蛋白及促进细胞生长。XMU‑MP‑1的处理能增加YAP1的核定位。在小鼠疾病模型中腹腔注射1‑3mg/kg的XMU‑MP‑1到急性/慢性肝损伤的小鼠模型中，XMU‑MP‑1在体内具有良好的药代动力学，能够提高小鼠肠道、肝脏修复和再生。XMU‑MP‑1能够保护小鼠免受DSS诱导的结肠炎及减轻慢性肝损伤。

[0005] 治疗ITP现有技术和药物不良反应较多，会引起发热水肿，心血管系统异常甚至猝死等恶性后果，并且现有的激素和细胞因子药物不能够良好的根治免疫性血小板减少症的临床病程，并且不能发挥长效有用的疗效。

[0027] 下面结合附图和具体实施例对本发明作进一步说明，以使本领域的技术人员可以更好地理解本发明并能予以实施，但所举实施例不作为对本发明的限定。

[0028] 实施例

[0029] 一，材料和方法

[0030] (一)、动物

[0031] 6‑8周SPF级C57BL/6J(WT)小鼠从苏州大学实验动物中心购买，YAP1+/‑小鼠采购自江苏集萃药康生物科技股份有限公司，并在大学标准化动物中心维持SPF级环境饲养。所有是实验小鼠都保持在恒定的环境中，饲养环境要求温度为18～29℃，日温差≤3℃，相对湿度达40％～70％，新鲜空气换气次数l0次/h，气流速度≤0.18m/s，压差25Pa，洁净度一万3
级，氨浓度l5mg/m ，噪音≤60dB，照度150～300Lux，光照周期(12小时光照：12小时黑暗)，小鼠均饲养于SPF(specific pathogen‑free facility)级别的隔离笼中，无病原菌，并且保证充足的水和食物。所有的程序是根据动物护理委员会和美国国立卫生研究院的关怀和使用动物的指南进行。

[0032] (二)、细胞

[0033] 原代细胞：利用人外周血样本分离获得原代CD34+造血干细胞分离诱导巨核细胞分化成熟。巨核细胞诱导分化培养基组成为含TPO(100ng/ml)、SCF(100ng/ml)、IL‑3(10ng/ml)的SFEM培养基。培养过程中，每周两次半量换液，37℃，5％CO2诱导12天，可得到成熟的+巨核细胞。随后利用YAP1的激活剂(XMU‑MP‑1)处理原代CD34 造血干细胞(HSC)，观察成熟过程的作用与影响。

[0034] 巨核细胞系DAMI：人源巨核细胞系DAMI培养于含10％FBS的RPMI1640完全培养基中，37℃，5％CO2细胞培养箱中培养。通过慢病毒载体将YAP1过表达及干扰质粒转入DAMI细胞系中，观察YAP1蛋白对巨核细胞的影响。

[0035] (三)、主要试剂及耗材

[0036] XMU‑MP‑1:MCE公司，中国

[0037] Vertporfin:MCE公司，中国

[0038] CD41a/CD42a/CD61:BD公司，美国

[0039] CD34 kit：STEM CELL，美国

[0040] RPMI1640培养基：Hyclone,中国

[0041] 胎牛血清：BI公司，中国

[0042] 青霉素链霉素：索莱宝，中国

[0043] 苏木素伊红染色试剂盒：索莱宝，中国

[0044] CD41/YAP1/CFL/ACTIN/抗体：CST，美国

[0045] RIPA裂解液(强)，碧云天生物科技，中国

[0046] 10×电泳缓冲液(pH8.5)：Tris碱30.2g；甘氨酸188g；10％SDS 100mL；加入900mL的三蒸水溶解，用盐酸调节pH至8.5，然后定容至1L。

[0047] 10×湿转缓冲液：Tris碱30.3g；甘氨酸144g；加入1L的三蒸水溶解定容。

[0048] 1×湿转缓冲液：100mL 10×湿转缓冲液；200mL无水甲醇溶液；加三蒸水定容至1L。

[0049] 10×TBS：Tris碱22.4g；NaCl 80g，盐酸调节pH至7.6，然后三蒸水定容至1L。

[0050] 1×TBS‑T：在1L的1×TBS中，加入1mL Tween‑20(即0.1％)。

[0051] Western封闭液：5％脱脂牛奶(用1×TBS配制，最好现配现用)。

[0052] PageRμlerPrestainedProtein Ladder(货号26617，Thermo Fisher，美国)。

[0053] Phosphatase/Protease inhibitor Cocktail(货号5872，Cell Signaling Technology，美国)。

[0054] (四)、实验方法

[0055] 1.人源巨核细胞分化诱导培养

[0056] 获得GM‑CSF动员后的外周血细胞，经CD34+磁力分选试剂盒将造血干细胞分选出来，随后在组成为含TPO(100ng/mL)、SCF(100ng/mL)、IL‑3(10ng/mL)的SFEM培养基中培养12天。培养过程中，每周两次半量换液，37℃，5％CO2诱导12天，可得到成熟的巨核细胞。

[0057] 2.巨核细胞系DAMI培养

[0058] 人源巨核细胞系DAMI培养于含10％FBS的RPMI1640完全培养基中，37℃，5％CO2细胞培养箱中培养。通过慢病毒载体将YAP1过表达及干扰质粒转入DAMI细胞系中，观察YAP1蛋白对巨核细胞的影响。

[0059] 3.细胞表面流式抗体染色

[0060] 将巨核细胞收集后将细胞固定在4％PFA中，用PBS洗涤，并在室温下用抗人CD41/CD42/CD61等流式抗体37℃染色30分钟。PBS洗涤后，通过流式细胞仪分析表达抗体阳性的细胞比例和群体。

[0061] 4.细胞免疫荧光染色

[0062] 收集细胞固定在4％PFA中10分钟，用0.1％Triton X‑100透化，随后进行免疫染色室温封闭1小时，封闭结束后用一抗抗体4℃孵育过夜。一抗孵育结束用PBS洗涤并使用荧光标记的二抗使特定蛋白质可视化。最后细胞核用DAPI染色。抗猝灭封片剂封片。使用激光共聚焦显微镜观测染色结果。

[0063] 5.巨核细胞产板

[0064] 收集诱导培养12天成熟的巨核细胞，将巨核细胞置于纤维蛋白原(fibrinogen，Fg，200μg/mL)包被的表面，在5小时后，巨核细胞会在表面粘附并生成伪足状的前血小板(pro‑platelet formation，PPF)，据此对巨核细胞产生血小板的功能进行了探究。

[0065] 6.巨核细胞粘附实验

[0066] 收集成熟的巨核细胞以及巨核细胞系，将巨核细胞置于纤维蛋白原Fg包被的表面，并在3小时后检测粘附于Fg表面的巨核细胞的数目，并以此来评判巨核细胞的粘附能力。

[0067] 7.巨核细胞迁移实验

[0068] 收集成熟的巨核细胞以及巨核细胞系，将巨核细胞重悬于无细胞因子的SFEM培养基置于8μm孔径的迁移小室上室中，并在下室中加入双倍TPO浓度的SFEM培养基，诱导巨核细胞分化，随后24小时后检测迁移至小室下层巨核细胞的数目，并以此来评判巨核细胞的迁移能力。

[0069] 8.免疫印迹实验

[0070] 收集巨核细胞，用含有蛋白酶抑制剂和磷酸酶抑制剂的蛋白裂解液RIPA冰上裂解30分钟，超声破碎DNA，超声可以将原先粘稠状态的变为清亮。加5×loading buffer，100℃，煮10分钟，煮后迅速拿出放冰上预冷，直接放入‑20℃保存。

[0071] 依据目的蛋白的大小配制合适浓度的SDS‑PAGE胶，上样20μg进行电泳，随后200mA转膜，将蛋白转移到PVDF膜上，经过封闭操作后，加入一抗4℃摇晃孵育过夜，经TBST洗去非特异一抗着色，随后室温摇床孵育HRP标记的二抗1小时，洗涤后显影确定蛋白的活化及表达水平。

[0072] 9.RNA提取

[0073] 收集巨核细胞，加入RNAiso Plus 600μL/管，充分裂解后，冰上静置5分钟，4℃，12000rpm离心5分钟，取上清转移到新EP管中。加100μL三氯甲烷，盖紧盖，剧烈震荡15s，分相后，室温静置5分钟，4℃，12000rpm离心15分钟，分三层，取上清转移到新EP管中，切勿吸到白色中间层。加300μl异丙醇，上下颠倒充分混匀，室温静置10分钟，4℃，12000rpm离心10分钟，去上清，可见EP管底有RNA沉淀。每管加1mL 75％的乙醇(枪头切勿触及沉淀)，轻轻上下颠倒洗涤离心管壁，4℃，12000rpm离心5分钟，试管底有RNA沉淀，去倒掉上清，滤纸沾干管壁的乙醇，室温干燥沉淀5分钟，加30μL的DEPC水溶解RNA沉淀，充分溶解后，‑80℃保存。

[0074] 10.荧光定量QPCR

[0075] RNA的逆转录：反应体系(20μL/管)含1000ngRNA及5×逆转录Mix Buffer4μl并加入无菌水至总体积为20μL，混匀后稍作离心，PCR仪进行逆转录，逆转录条件：37℃，15分钟，85℃，5s，4℃保存。

[0076] Real‑time PCR检测目的基因mRNA表达水平：针对目的基因和管家基因GAPDH，设计引物；随后配制Real‑time PCR反应体系(96孔板，20μL/管)

[0077] 20μL体系：

[0078] 2×SYBER green 10μL

[0079] 引物F(20μM) 0.5μL

[0080] 引物R(20μM) 0.5μLDEPC水 8μL

[0081] cDNA模板(逆转录产物) 1μL

[0082] 将每管中的Real‑time PCR体系加入到特定96孔板内，置至于实时定量PCR仪进行扩增。结果的统计方法：本发明利用管家基因GAPDH作为内参，其在组织中的表达稳定，在得出的数据中，通过ΔΔCt内参法。

[0083] a.内参基因均一化样本差异：Ct目的基因－Ct内参基因＝ΔCt。

[0084] b.样本比较：ΔCt实验组样本－ΔCt对照组样本＝ΔΔCt。

[0085] c.使用公式计算：倍数变化＝2‑ΔΔCt以算出实验组样本相对与对照组样本倍数的变化。

[0086] 11.YAP1过表达和干扰细胞系构建

[0087] 使用VSV‑G慢病毒表达包装系统制备过表达人YAP1以及shYAP1的慢病毒载体，通过共转染pCDH‑hYAP1/pCDH/Plko.1‑ShYAP1/Plko.1质粒和三种包装质粒(ΔR，Rev和VSVG)的混合物到HEK‑293T细胞中来进行慢病毒的复制。在48或72小时后收集的病毒上清液通过0.45μm过滤器过滤并在‑80℃下储存。随后将不同组别的病毒上清以无血清培养基中50:1的感染复数(MOI)加入到巨核细胞系DAMI中。从而构建YAP1过表达的细胞系以及YAP1表达干扰的细胞系。

[0088] 12.小鼠ITP模型构建

[0089] 6‑8周体重20‑24g的成年WT小鼠给予IntegrinαIIb(MWReg30)，给药剂量控制在200μg/kg，取抗体20μL，随后用1xPBS补齐至100μL，制备成抗体溶液，随后通过腹腔注射的方式给药，每日一次，持续7天，至此ITP小鼠模型构建完成，随后观察ITP小鼠体内血小板的恢复情况以及小鼠骨髓中巨核细胞的成熟和分布情况。

[0090] 13.ITP病理组织学检查

[0091] 小鼠构建ITP模型，随后通过不同的给药方案观察不同处理组小鼠的血小板恢复情况；等待小鼠血象恢复正常水平后，处死小鼠并分离获得小鼠的股骨颈骨，经固定脱钙包埋等一系列操作后，对小鼠的股骨进行冰冻切片，后续进行骨髓切片的免疫荧光，观察小鼠骨髓内巨核细胞的成熟以及巨核细胞的分布情况。

[0092] 14.小鼠骨髓切片染色

[0093] 小鼠的股骨进行8μm厚度的冰冻切片，随后经甲醇固定，使用免疫组化封闭液，也可用山羊血清工作液进行封闭。进行封闭随后将切片与一抗抗体或同型IgG对照在4℃孵育过夜，随后与荧光标记的二抗30分钟，最后再用核染料DAPI对细胞核进行染色，最后用抗猝灭封片剂进行封片。

[0094] 15.统计学分析

[0095] 使用Prism 8.0(GraphPad)软件进行统计分析。使用未配对的Student's t检验(双尾)，Mann‑WhitneyU检验，单向或双向ANOVA检验以及事后分析进行来自不同组的连续变量的比较。卡方检验用于比较分类变量。双尾P值<0.05被认为是统计学有显著差异。

[0096] 二，实验结果

[0097] 1.Hippo信号通路核心元件YAP1的激活剂XMU‑MP‑1和抑制剂Peptide17对巨核细胞分化成熟的调控作用。

[0098] 分离获得原代CD34+造血干细胞后，在巨核细胞诱导分化培养基诱导并在第0天加入确定浓度的YAP1的激活剂XMU‑MP‑1(300nM)和抑制剂Peptide17(2μM)每周两次半量换液，37℃，5％CO2诱导12天，即可获得成熟的巨核细胞。

[0099] 首先，本发明对培养过程中细胞增殖以及巨核细胞集落形成进行了检测，研究结果发现，YAP1对巨核细胞的扩增(图1A)以及巨核集落的形成(图1B)没有明显的影响。随后在培养过程中，本发明发现自第5天，激活剂XMU‑MP‑1可以显著促进巨核细胞的形态发育，与对照组以及抑制剂Peptide17处理组相比，XMU‑MP‑1组巨核细胞的体积明显增大，大体积巨核细胞的比重明显增多(图1C)。提示激活剂XMU‑MP‑1可以明显促进巨核细胞的形态发育以及巨核细胞的体积大小。研究结果表明，Hippo信号通路活性抑制后，即入核YAP1表达上调时，可以明显促进巨核细胞的形态发育。

[0100] 随着培养时间的延长，本发明发现，经YAP1激活剂XMU‑MP‑1诱导12天后，巨核细胞内的YAP1有明显的入核现象，而抑制剂Peptide17处理组YAP1表达量明显降低且没有入核活化下游起始基因转录。随后收集巨核细胞，通过QPCR方式检测了巨核细胞相关基因的表达情况，结果发现，激活剂XMU‑MP‑1可以明显促进CD41a以及巨核细胞成熟相关基因CD42的表达(如图1E)，随后流式标记巨核细胞抗体CD41a以及成熟巨核细胞表面抗体CD42a。结果显示，经YAP1的激活剂XMU‑MP‑1以及YAP1活性抑制剂Peptide17处理后，总体巨核细胞的比+ + +重(CD41a )以及巨核细胞中成熟巨核细胞的比重(CD41a CD42a )并没有明显变化(如图
1F)。然而，对巨核细胞生成血小板的重要分子CD61以及血小板的生成比例进行了检测，结果发现激活剂XMU‑MP‑1可以明显促进CD61的表达水平以及血小板的生成比例。且这一现象在经抑制剂Peptide17处理后明显下调减少。提示YAP1对总体巨核细胞以及成熟巨核细胞的比重没有明显变化，但对巨核细胞的成熟产板过程具有明显的调控作用(如图1G)。

[0101] 2.XMU‑MP‑1和抑制剂Peptide17对巨核细胞粘附迁移产板的影响。

[0102] 通过前面的研究本发明发现，在培养过程中XMU‑MP‑1可以显著促进巨核细胞的形态发育，以及巨核细胞的产板比例。为了进一步验证前期的实验数据，本发明收集诱导培养12天成熟的巨核细胞，将巨核细胞置于纤维蛋白原(fibrinogen，Fg，200μg/mL)包被的表面，在5小时内，巨核细胞会在表面粘附并生成伪足状的前血小板(pro‑platelet formation，PPF)，据此对巨核细胞产生血小板的功能进行了探究。结果显示，与正常无处理组相比，XMU‑MP‑1处理组巨核细胞PPF明显增多，而抑制剂Peptide17处理组PPF的产生锐减。说明XMU‑MP‑1可以明显促进巨核细胞的成熟产板；而抑制巨核细胞的YAP1将使得巨核细胞的产板比例明显下降(如图2A)。

[0103] 本发明知道，在巨核细胞的分化和成熟产板过程中，巨核细胞的迁移粘附能力与之密不可分，巨核细胞的产板比例有了明显的变化，那么巨核细胞的迁移粘附能力是否也有不同程度的改变呢？因此，本发明通过粘附实验以及Transwell迁移小室实验检测了巨核细胞的粘附能力以及迁移能力，研究结果表明，与无处理组相比，XMU‑MP‑1促进YAP1激活表达上调时，巨核细胞粘附铺展比例(如图2B.C)以及迁移能力(如图2D.E)显著增强；而当YAP1活性抑制后，巨核细胞的粘附能力一击迁移能力均明显受阻。提示XMU‑MP‑1调控巨核细胞产板的过程或是通过调节巨核细胞的迁移粘附能力实现的。

[0104] 3.XMU‑MP‑1对巨核细胞成熟与产板的分子调控机制。

[0105] 在细胞的生理状态下，细胞骨架不仅在维持细胞形态，承受外力、保持细胞内部结构的有序性方面起重要作用，而且还参与许多重要的生命活动。巨核细胞的产板过程就与细胞骨架的改变密不可分，通过细胞骨架结构的变化，将直接引起巨核细胞从产生并成熟的骨龛迁移运动至静脉血管所在的血窦，随后，伴随着骨架的改变会导致前血小板进一步延伸并使细胞器(例如线粒体)重新定位在前血小板(Proplatelet)中。同时细胞骨架的变化也参与了骨髓正弦曲线血流中血小板形成的最终脱落和分裂。在这整个过程中，肌动蛋白F‑actin在前血小板生成期间进行连续重塑，并作为巨核细胞在骨髓中迁移的动力机械。

[0106] 为了进一步验证前期的实验数据，本发明收集诱导培养12天成熟的巨核细胞，通过免疫荧光染色观测巨核细胞表面蛋白和骨架(Tubulin/Actin)的分布情况。研究结果发现，与对照组相比，XMU‑MP‑1组巨核细胞的骨架微管(Tubulin)及微丝(Actin)分布情况明显改变，且骨架肌动蛋白F‑actin明显激活重排并形成了应力纤维(Stress fiber)。提示XMU‑MP‑1可以明显促进巨核细胞的运动迁移能力是通过调控骨架重排和应力纤维的形成实现的(如图3A.B)。

[0107] 随后，为了进一步探究YAP1调控细胞骨架的分子机制以及相关调控分子，本发明分析了与维持细胞骨架的稳定性密不可分的Merlin(又称NF2)的表达状况。已知Merlin通过降低微管聚合和解聚的速率以及降低微管灾难的频率，通过减弱微管蛋白更新来结合并稳定微管。同时，Merlin通过与肌动蛋白结合和膜蛋白结合特性维持细胞骨架的稳定，即，Merlin作为细胞骨架的重要结合蛋白，稳定细胞骨架的结构，充当细胞骨架成分与细胞膜之间的连接。本发明检测了XMU‑MP‑1组和活性抑制剂Peptide17组巨核细胞内的Merlin的表达活化情况，结果显示，与预期一致，与正常情况相比，XMU‑MP‑1会导致Merlin的表达显著下调，进而促进细胞骨架的重排，导致巨核细胞的迁移运动或前血小板的形成明显增强；而当YAP1的活性抑制后，Merlin的表达显著上调，进而阻滞了细胞骨架的重排和应力纤维的形成，使得细胞的运动和产板能力显著受阻(如图3C.D)。

[0108] 细胞的迁移粘附和骨架重排与产板与MAPK信号通路的激活有着密不可分的关系，为了进一步验证迁移产板过程涉及的细胞骨架信号通路的活化情况，本发明收集诱导培养12天成熟的巨核细胞，裂解蛋白后检测了信号通路的活化情况。结果显示，XMU‑MP‑1的激活会导致ERK1/2以及丝切蛋白(Cofilin，CFL)的活化显著降低，进而促进细胞骨架的重排和细胞的迁移运动，导致巨核细胞前血小板的形成明显增强；而当YAP1的活性抑制后，ERK1/2以及CFL的活化显著上调，进而阻滞了细胞骨架的重排和应力纤维的形成(如图3E)。

[0109] 4.YAP1对巨核细胞系DAMI的细胞骨架的调控作用及分子机制。

[0110] 通过前面原代巨核细胞的诱导与培养，本发明的研究发现XMU‑MP‑1参与调控巨核细胞的成熟与产板过程，并且通过调节细胞骨架的改变以及骨架相关信号通路的激活来实现巨核细胞成熟与产板的调控。为了进一步验证原代细胞的结果以及YAP1的调控作用，本发明在巨核细胞系内构建了YAP1的过表达细胞系(PCDH‑YAP1‑DAMI)以及干扰敲低的细胞系(Plko.1‑YAP1‑sh‑DAMI)，进而观测YAP1对巨核细胞DAMI的调控作用。

[0111] 本发明分别通过细胞粘附、细胞迁移、免疫荧光以及免疫印迹实验检测了YAP1对巨核细胞粘附迁移以及骨架重排能力。研究结果发现，与原代细胞结果一致，YAP1过表达会显著增强巨核细胞的粘附能力和迁移能力以及细胞骨架的重排以及应力纤维的形成。并且这一过程与细胞骨架相关蛋白Merlin的表达抑制和ERK/CFL的活性抑制来实现的。而当YAP1的敲低后，通过ERK以及CFL的活化上调，进而阻滞了细胞骨架的重排和应力纤维的形成，从而抑制了巨核细胞的粘附迁移(如图4)。

[0112] 5.YAP1激动剂XMU‑MP‑1对小鼠ITP模型中造血系统中血小板、巨核细胞分布和数目、巨核细胞成熟和产板过程的影响

[0113] 构建WT小鼠ITP模型，通过动物模型验证XMU‑MP‑1在巨核分化成熟和产板过程中的作用。构建ITP小鼠，随后使用XMU‑MP‑1治疗干预ITP小鼠，同时使用YAP1活性抑制剂Vertporfin观察不同处理对小鼠血象恢复的影响以及造血系统巨核细胞的发育和成熟以及血小板产生与功能的影响。结果证实，YAP1激动剂化合物XMU‑MP‑1可以明显促进ITP后血小板水平的恢复以及骨髓中巨核细胞的分化成熟，且骨髓中巨核细胞分布情况也有了明显的改善，由此验证了化合物XMU‑MP‑1调控巨核成熟产板的分子机制，提示化合物XMU‑MP‑1有望诊治ITP，为巨核细胞成熟障碍性血液学疾病的临床治疗与诊断提供重要的实验基础和理论依据。

[0114] 6.YAP1激动剂XMU‑MP‑1对YAP1+/‑小鼠ITP模型中造血系统中血小板、巨核细胞分布和数目、巨核细胞成熟和产板过程的影响

[0115] 构建WT和YAP1+/‑小鼠ITP模型，通过动物模型验证YAP1激动剂XMU‑MP‑1在ITP发病过程中巨核分化成熟和产板过程中的作用。构建ITP小鼠，随后使用XMU‑MP‑1治疗干预ITP小鼠，观察通过XMU‑MP‑1一定程度恢复YAP1水平进而对小鼠血象恢复的影响以及造血系统巨核细胞的发育和成熟以及血小板产生与功能的影响。结果证实，YAP1激动剂化合物XMU‑+/‑MP‑1可以明显恢复YAP1 由于YAP1缺失引起的ITP后血小板水平的恢复以及骨髓中巨核细胞的分化成熟，且骨髓中巨核细胞分布情况也有了明显的改善，由此直接验证了化合物XMU‑MP‑1调控巨核成熟产板的分子机制，提示化合物XMU‑MP‑1有望诊治ITP，为巨核细胞成熟障碍性血液学疾病的临床治疗与诊断提供重要的实验基础和理论依据。

[0116] 显然，上述实施例仅仅是为清楚地说明所作的举例，并非对实施方式的限定。对于所属领域的普通技术人员来说，在上述说明的基础上还可以做出其它不同形式变化或变动。这里无需也无法对所有的实施方式予以穷举。而由此所引申出的显而易见的变化或变动仍处于本发明创造的保护范围之中。